Sui dati registrati è stata calcolata la media (X), la deviazione standard (DS), il valore minimo (m) e il valore massimo (M).
La distribuzione dei dati è stata verificata mediante l’applicazione del test Skewness-Kurtosis.
Poiché la distribuzione dei dati è risultata normale in tutte le razze dei puledri equini e nei puledri asinini, è stata applicata l’analisi della varianza (Anova) per i dati ripetuti e il test di Bonferroni come post hoc al fine di verificare le differenze tra T1, T4 e T7, sia per le misurazioni trasversali che per le misurazioni longitudinali. I dati sono stati considerati significativi per p < 0,05.
Infine è stato applicato lo Student’s t-test per dati non appaiati al fine di verificare eventuali differenze tra i maschi e le femmine di ogni gruppo. Anche in questo caso i dati sono stati considerati significativi per p < 0,05.
71
6
RISULTATI
I valori della media, della deviazione standard, del minimo e del massimo dello spazio subaracnoideo dorsale sia in sezione trasversale che in sezione longitudinale sono riportati in Tabella 8 per i puledri trottatori, in Tabella 9 per i puledri purosangue inglese, in Tabella 10 per i puledri sella e in Tabella 11 per i puledri asinini.
In particolare i valori di media, deviazione standard, minimo e massimo sono risultati in sezione trasversale rispettivamente per i puledri trottatori 0,72±0,07 cm, 0,59 cm e 0,90 cm a T1; 0,74±0,07 cm, 0,6 cm e 0,9 cm a T4; 0,75±0,06 cm, 0,6 cm e 0,9 cm a T7; per i puledri purosangue inglese 0,73±0,06 cm, 0,65 cm e 0,85 cm a T1; 0,76±0,07 cm, 0,62 cm e 0,90 cm a T4; 0,77±0,07 cm, 0,70 cm e 0,95 cm a T7; per i puledri sella 0,83±0,07 cm, 0,70 cm e 0,96 cm a T1; 0,84±0,10 cm, 0,65 cm e 0,96 cm a T4; 0,86±0,09 cm, 0,70 cm e 1,00 cm a T7; per i puledri asinini 0,64±0,05 cm, 0,60 cm e 0,70 cm a T1; 0,64±0,07 cm, 0,6 cm e 0,7 cm a T4; 0,65±0,06 cm, 0,6 cm e 0,7 cm a T7. La media, la deviazione standard, minimo e massimo in sezione longitudinale sono risultati rispettivamente per i puledri trottatori 0,73±0,06 cm, 0,6 cm e 0,9 cm a T1; 0,76±0,06 cm, 0,6 cm e 0,9 cm a T4; 0,76±0,05 cm, 0,6 cm e 0,9 cm a T7; per i puledri purosangue inglese 0,73±0,06 cm, 0,64 cm e 0,85 cm a T1; 0,75±0,07 cm, 0,65 cm e 0,90 cm a T4; 0,77±0,06 cm, 0,70 cm e 0,90 cm a T7; per i puledri sella 0,82±0,08 cm, 0,70 cm e 1, 00 cm a T1; 0,84±0,09 cm, 0,65 cm e 0,95 cm a T4; 0,89±0,09 cm, 0,70 cm e 0,99 cm a T7; per i puledri asinini 0,63±0,07 cm, 0,5 cm e 0,6 cm a T1;
72 0,63±0,06 cm, 0,5 cm e 0,6 cm a T4; 0,64±0,05 cm, 0,6 cm e 0,7 cm a T7.
L’Anova test è risultato statisticamente significativo per le misurazioni della profondità dello spazio subaracnoideo, sia in sezione trasversale che longitudinale, nei puledri trottatori e nei puledri purosangue inglese. Non ha evidenziato dati statisticamente significativi nei i puledri sella e nei puledri asinini.
Il Bonferroni test ha evidenziato differenze statisticamente significative nei puledri trottatori tra T1 vs T7; mentre nei puledri purosangue inglese tra T1 vs T4, T1 vs T7.
Lo Student’s t-test non ha rilevato differenze statisticamente significative tra maschi e femmine in tutte le razze dei puledri equini e nei puledri asinini.
PULEDRI TROTTATORI
SEZIONE TRASVERSALE SEZIONE LONGITUDINALE
Giorno X±DS m M Giorno X±DS m M
T1 0,72±0,7 cm 0,59 cm 0,90 cm T1 0,73±0,06 cm 0,6 cm 0,9 cm
T4 0,74±0,07 cm 0,6 cm 0,9 cm T4 0,76±0,06 cm 0,6 cm 0,9 cm
T7 0,75±0,06 cm 0,6 cm 0,9 cm T7 0,75±0,06 cm 0,6 cm 0,9 cm
Tabella 8 X±DS, m, M della sezione trasversale e longitudinale nei puledri trottatori. PULEDRI PUROSANGUE INGLESE
SEZIONE TRASVERSALE SEZIONE LONGITUDINALE
Giorno X±DS m M Giorno X±DS m M
T1 0,73±0,06 cm 0,65 cm 0,85 cm T1 0,73±0,06 cm 0,64 cm 0,85 cm
T4 0,76±0,07 cm 0,62 cm 0,90 cm T4 0,75±0,07 cm 0,65 cm 0,90 cm
T7 0,77±0,07 cm 0,70 cm 0,95 cm T7 0,77±0,06 cm 0,70 cm 0,90 cm
Tabella 9 X±DS, m, M della sezione trasversale e longitudinale nei puledri PSI. PULEDRI SELLA
SEZIONE TRASVERSALE SEZIONE LONGITUDINALE
Giorno X±DS m M Giorno X±DS m M
T1 0,83±0,07 cm 0,70 cm 0,96 cm T1 0,82±0,08 cm 0,7 cm 1,00 cm
73
T7 0,86±0,09 cm 0,7 cm 1,00 cm T7 0,89±0,09 cm 0,70 cm 0,99 cm
Tabella 10 X±DS, m, M della sezione trasversale e longitudinale nei puledri sella.
PULEDRI ASININI
SEZIONE TRASVERSALE SEZIONE LONGITUDINALE
Giorno X±DS m M Giorno X±DS m M
T1 0,64±0,05 cm 0,6 cm 0,7 cm T1 0,63±0,07 cm 0,5 cm 0,6 cm
T4 0,64±0,07 cm 0,6 cm 0,7 cm T4 0,63±0,06 cm 0,5 cm 0,6 cm
T7 0,65±0,06 cm 0,6 cm 0,7 cm T7 0,64±0,05 cm 0,6 cm 0,7 cm
74
7
DISCUSSIONE E CONCLUSIONI
La visualizzazione ecografica del LCR fornisce un valido strumento diagnostico per svelare la presenza di meningiti o emorragie sub aracnoidee e offre immagini sulla qualità del LCR e delle relative strutture anatomiche, in un’area altrimenti di difficile accesso (Bucca et al., 2008).
Inoltre, la misurazione ecografica della profondità dello spazio subaracnoideo dorsale è considerato utile nella valutazione dei puledri con una sintomatologia neurologica causata dall’asfissia perinatale (Bucca et al., 2008).
Le misurazioni dello spazio subaracnoideo dorsale in puledri equini sani riportate da Bucca et al. hanno valori di 0,67±0,051 cm per la sezione trasversale e 0,7±0,047 cm per la sezione longitudinale. Nello studio, però, non sono specificati taglia, età e posizione dei puledri durante l’esame ecografico.
In un altro studio sulla valutazione ecografica dello spazio atlanto- occipitale, la stessa autrice (S. Bucca, comunicazione personale con la Dott.ssa M. Sgorbini, Ottobre 2009), includendo puledri di differenti razze, taglia e con età tra le 6 ore e i 14 giorni di vita, ha riportato un intervallo di valori della profondità dello spazio subaracnoideo da 0,58 cm a 0,94 cm in sezione trasversale e da 0,59 a 0,95 cm in sezione longitudinale.
Nel nostro studio, le misure ecografiche sono state standardizzate. Infatti i risultati sono stati ottenuti in puledri in stazione quadrupedale, della stessa razza, dimensione ed età. Il valore della sezione trasversale dello
75 spazio subaracnoideo dorsale misurato in questa ricerca è stato più alto in tutte le razze equine esaminate rispetto ai dati pubblicati da Bucca et al. nel 2008. Le misure della sezione longitudinale del nostro studio risultano più alte rispetto ai dati riportati da Bucca et al. solo per i puledri di razza sella. Le misure sia in sezione longitudinale che in sezione trasversale di tutte le razze equine sono comprese nell’intervallo di rifermento di uno studio irlandese (S. Bucca, dati in possesso dell’autore).
Nel nostro studio le misurazioni della profondità dello spazio subaracnoideo dorsale sia in sezione trasversale che in sezione longitudinale effettuate sui puledri di asino Sorcino Crociato dell’Amiata risultano inferiori rispetto alle misurazioni riportate nei puledri equini del nostro studio, probabilmente a causa delle differenti dimensioni tra le specie, infatti i puledri asinini penavano tra i 30 e i 36 Kg, mentre i puledri trottatori tra i 47 e i 52 Kg, i puledri PSI tra i 50 e i 58 kg, i puledri sella tra i 58 e 62 Kg.
In particolare, l’aumento della profondità dello spazio subaracnoideo durante la prima settimana di vita nei puledri trottatori è confermato in un precedente studio effettuato da Sgorbini et al. su puledri di questa razza, ma posizionati in decubito laterale (Sgorbini et al., 2009).
Questo risultato è importante, poiché, effettuare la procedura con il puledro in stazione quadrupedale richiede meno personale e un minor tempo di contenzione, quindi per l’animale risulterà meno stressante rispetto al posizionamento in decubito laterale.
Sono state messe a confronto le misure della profondità dello spazio subaracnoideo registrate nei maschi e nelle femmine, ciò ha evidenziato che non risultano differenze legate al genere sia nei puledri equini che asinini.
76 In conclusione, in questo studio vengono riportati intervalli che possono essere utilizzati come riferimento per la misura della profondità dello spazio subaracnoideo dorsale in puledri trottatori, sella, purosangue inglese e asinini. Questi valori possono essere utilizzati nei puledri neonati per valutare in modo non invasivo malformazioni congenite e patologie acquisite come un eventuale incremento della pressione del LCR in soggetti con sospetta asfissia perinatale, permettendo una diagnosi precoce, non invasiva e di facile esecuzione anche in campo.
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BIBLIOGRAFIA
• Aguggini G, Beghelli V, Giulio LF et al. (1998). Fisiologia degli animali domestici con elementi di etologia. 2nd., UTET, Torino.
• Aleman M, Brochers A, Kass PH (2007). Ultrasound-assisted collection of cerebrospinal fluid from the lombosacral spaces in equids. Journal of the American Veterinary Medical Association, 230: 378-384.
• Andrews F, Maddux J, Faulk B (1990). Total protein, albumin quotient, IgG and IgG index determination for horse cerebrospinal fluid. American Journal of Veterinary Research, 55 (6): 741-745.
• Andrews FM, Geiser DR, Sommardahl CS, Green EM, Provenza M (1994). Albumin quotient, IgG concentration, and IgG index determinations in cerebrospinal fluid of neonatal foals. American Journal of Veterinary Research, 55: 741-745.
• Andrews FM, Matthews HK, Reed SM (1990). The ancillary techniques and tests for diagnosing equine neurologic disease. Veterinary Medicine, Dec: 1325-1330.
• Audigiè F, Tapprest J, Didierlaurent D, Denoix JM (2004). Ultrasound-guided atlanto-occipital puncture for myelography in the horse. Veterinary Radiology and Ultrasound , 45:340-344.
• Banks WS (1981). Nervous System. In: Banks WJ (ed.) Applied Veterinary Histology. Williams and Wilkins, Baltimora, 277-303.
• Barone R (1987). Il cavallo: anatomia pratica e topografica. Edagricole, Bologna.
• Barone R, Bartolami R (2006). Anatomia comparata dei mammiferi domestici vol. 6 neurologia ed estesiologia. 3rd, Edagricole, Bologna.
• Behrman RE, Lees MH, Petersen EH, (1981). Distribution of the circulation in the neonatal asphyxiated fetal primate. American Journal of Obstetrics and Gynecology, 139: 254.
• Bernard WV (2003). Jump-Starting the Dummy Foal (Neontal Malajustment Syndrome/ Hypoxic Ischemic Encephalopathy).
78 49th Annual Convention of the American Association of Equine Practitioners. International Veterinary Information Service (www.ivis.org), New Orleans, Louisiana, P0603.1103.
• Brigham MW (1977). Morfology of the blood-brain interfaces. Experimental Eye Research, 25: 1-25.
• Bucca S, Fogarty U, Farelly T (2008). Ultrasound examination of the atlanto-occipital space. In: Slovis NM, McAuliffe SB (eds.), Color Atlas of Diseases and Disorders of the foal. Sauders Eslevier, Oxford, 349-350.
• Budras KD, Sack WO, Röck S, Wünsche A, Henschel E (2003). Anatomy of the horse. schlütersche, Berlino.
• Chavatte P, Clement F, Cash R, Grongnet JF (1998). Field determination of colostrum quality by using a novel, practical method. American Association of Equine Practitioners Proceedings, 44: 206-209.
• Clark DA, Neiman GF, Thompson JE (1987). Surfactant displacement by meconium free fatty acids: an alternative explanation for atelectasis in meconium aspiration syndrome. Journal of Pediatrics, 110: 756.
• Clark GD (1986). Role of excitatory amino acids in brain injury caused by hypoxia-ischemia, status epilepticus and hypoglicemia. Clinics in Perinatology, 16: 459.
• Coates JR (2000). Cerebrospinal proteins. Wiley-Blackwell, Ames.
• Corley KT, Axon JE (2005). Resuscitation and emergency management for neonatal foals. Veterinary Clinics of North America: Equine Practice, 21 (2): 431-455.
• Darian BJ, Belknap J, Nietfeld J (1988). Cerebrospinal fluid changes in two horses with central nervous system namatodiasis. Journal of Veterinary Internal Medicine, 2: 201-205.
• de Lahunta A, Glass E (2008). Veterinary neuroanatomy e clinical neurology. 3rd ed, Saunders elsevier, St. Louis.
• Drummond W, Koterba A (1990). Neonatal Asphyxia. In: Drummond W, Kosh P, Koterba A (eds.), Equine Clinical Neonatology. Lea and Febinger, Philadelphia, 124-135.
79
• Fishman RA (1992). Physiology of the cerebrospinal fluid. In: Fishman RA (ed.), Cerebrospinal Fluid in Diseases of the Nervous System. WB Saunders Co, Philadelphia, 23-42.
• Furr M (2007). Hipoxic/Ischemic Encephalopathy in the foal. In: Reed S, Furr M (eds.), Equine Neurology. Blackwell publishing, Oxford, 357-363.
• Furr M, Andrews F (2007). Cerebrospinal and the blood-brain barrier. In: Reed S, Furr M (eds.), Equine neurology. 33-46. Blackwell publishing, Oxford.
• Furr M, Bender H (1994). Cerebrospinal fluid variables in clinically normal foals from birth to 42 days of age. American Journal of Veterinary Research, 55: 781-784.
• Furr M, Chickering WR, Robertson J (1977). High resolution protein electrophoresis of equine cerebrospinal fluid. American Journal of Veterinary Research, 58: 939-941.
• Furr M, MacKay R, Granstrom D et al. (2002). Clinica diagnosis of equine protozoal myeloencephalitis (EPM). Journal of Veterinary Internal Medicine, 16: 618-621.
• Furr MO, Tyler RD (1990). Cerebrospinal fluid creatine kinase activity in horse with central nervous system disease: 69 cases (1984-1989). Journal of the American Veterinary Medical Association, 197: 245-248.
• George LW (1990). Cerebrospinal fluid examination. In: Smith BP (ed.), Large animal internal medicine. 2nd ed., Mosby-Year Book, St. Luise, 1001.
• Giles RC, Donahue MJ, Hong CB et al. (1994). Causes of abortion, stillbirth and perinatal death in horses: 3527 cases (1986- 1991). Journal of the American Veterinary Medical Association, 203: 1170-1175.
• Gollob E, Edinger H, Stanek C, Wurinig C (2002). Ultrasonographic investigation of the atlanto-occipital articulation in the horse. Equine Veterinary Journal, 34: 4-50.
• Green E, Constantinescu G, Kroll R (1994). Equine cerebrospinal fluid: Analysis. Compendium on Continuing Education for the Practicing Veterinarian, 781-784.
80
• Green SL, Mayhew IG (1990). Neurologic Disorders. In: Drummond WH, Kosch PC, Koterba AM (eds.), Equine Clinical Neonatology. Lea&Febiger, Philadelphia, 496-530.
• Kealy JK, McAlliste H (2005). Radiologia ed ecografia diagnostiche del cane e del gatto. Eslevier Ltd., Oxford.
• Knottembelt D, Holdstock N, Madigan JE (2004). Equine Neonatology, Medicine and Surgey. Saunders, Philadelphia.
• Koterba A (1990). Appendix A. In: Drummond W, Kosh P, Koterba A (eds.), In Equine Clinical Neonatology. Lea and Febinger, Philadelphia, 781-789.
• Koterba AM, Brewer BD, Tarplee FA (1984). Clinical and clinicopathological characteristics of the septicaemic neonatal foal: Review of 38 cases. Equine Veterinary Journal, 16: 376-383.
• Madigan JE (1997). Manual of equine neonatal medicine. Live oak publishing,Woodland, CA.
• Martens RJ (1982). Pediatrics. In: McAllister ES, Pratt PW, Masmann RA (eds.), Equine Medicine and Surgey. 3rd Ed., American Veterinary Pubblications, Santa Barbara, 317.
• Mayhew IG, Watson AG, Heissan JA (1978). Congenital occipitoatlantoaxial malformations in the horse. Equine Veterinary Juornal, 10:103-113.
• Mayhew IG, Whitlock RH, Tasker JB (1977). Equine cerebrospinal fluid: reference values of normal fluid. American Journal of Veterinary Research, 38: 1271-1274.
• McAuliffe SB, Slovis NM (2008). Color atlas of disease and disorders of the foal. 1 st ed., Saunders, Eslevier, USA.
• Palmer AC, Rossdale PD (1975). Neurophatology of the convulsive foal syndrome. Journal of reproduction and fertility. Supplement., 23: 691-694.
• Palmer JE (1998). Perinatal Hypoxic-Ischemic Disease. Proceedings International Veterinary Emergency & Critical Care Symposium VI, 717-718.
• Pardridge W, Oldendorg WH, Cancilla P (1986). Blood-brain barrier: interface between internal medicine and the brain. Annals of Internal Medicine, 82-95.
• Pelagalli GV, Botte V (1999). Anatomia veterinaria sistematica e comparata. 3° ed., edi-ermes, Milano.
81
• Reef VB (1998). Equine diagnostic ultrasound. WB Saunders, Philadelphia.
• Rook SJ, Braselton WE, Nachreiner RF, Lloyd JW, Shea ME, Shelle JE, Hiltzler PR (1997). Multi-element assay of mammary secretions and siera from periparturient mares by inductively coupled argon plasma emission spectroscopy. American Journal of Veterinary Research, 58: 376-378.
• Rothman SM, Olney JW (1986). Glutamate and the pathophysiology of hypoxic-ischemic brain damage. Annals of Neurology, 19: 105.
• Schmidt MJ, Wigger A, Jawinski S, Golla T, Kramer M (2008). Ultrasonographic appearance of the craniocervical junction in normal brachycephalic dogs and dogs with caudal occipital (Chiari-like) malformation. Veterinary Radiology & Ultrasound, 49: 472-476.
• Sepulveda Varas P, Gomez Jaramillo M, Meieres Lastra M, Cabrera Osorio M (2007). Ultrasonographic Study of the Nervous Structures of the Vertebral Canal at the Atlantooccipital Joint Level in Adult Dogs. International Journal of Morphology, 25: 899-906.
• Sgorbini M, Crisci A, Falconcini A, Rota A, Corazza M (2009). Valutazione dei dati semiologici e di alcuni parametri ematologici e biochimici nel puledro di asino sorcino crociato dell'Amiata alla nascita. Congresso nazionale SISVET LXIII. sconosciuto, Udine. 304-305.
• Sgorbini M, Paci V, Marmorini P, Corazza M, Bucca S (2009). Subaracnoid space depth in healthy trotter foals during the first week of life. European College of Equine Internal Medicine Congress, Barcelona, Spain, 11-2.
• Sgorbini M, Pasquini G, Marmorini P, Rota A, Corazza M (2007). Valutazione alla nascita di alcuni parametri semiologici, ematologici e biochimici in una popolazione di 99 puledri trottatori. Ippologia, 182: 21-5.
• Stoneham SJ (2006). Assessing the newborn foal. In: Paradis MR (ed.), Equine Neonatal Medicine: a cased-based approach. Eslevier Inc., Oxford, 1-11.
82
• Tripathi RC (1977). The functional morphology of the outflow system of ocular and cerebrospinal fluid. Experimental Eye Research, 65.
• Tyler DC, Murphy J, Cheney FW (1978). Mechanical and chemical demage to lung tessue caused by meconium aspiration. Pediatrics, 62: 454.
• Unsinn KM, Geley T, Freund MC, Gassner I (2000). US of the spinal cord in newborns: spectrum of normal findings, variants, congnital anomalies and aquires disease. RadioGraphics, 20: 923- 938.
• Vaala WE (1994). Perinatology. Veterinary Clinics of North America: Equine Practice, 10: 237-265.
• Vaala WE (1999). Peripartum asphyxia syndrome in foals. American Association of Equine Practitioners Proceedings, 45: 247-253.
• Walmsley JP (1988). A case of atlanto-occipital arthropathy following guttural pouch mycosis in a horse. The use of radioisotope bone scanning a san aid to diagnosis. Equine Veterinary Journal, 20: 219-220.
• Wilkins PA (2003). Hypoxic Ischemic Encephalopathy: Neonatal Encephalopathy. In: Palmer JE, Wilkins PA (ed.), Recent Advaces in Equine Neonatal Care. (www.ivis.org): International Veterinary Information Service, Ithaca NY, A0408.0303.
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RINGRAZIAMENTI
Un sincero ringraziamento alla dott.sa Micaela Sgorbini e al prof. Michele Corazza che mi hanno aiutato e sostenuto durante il mio percorso di tesi.
Grazie alla dott.sa Tiziana Valeriani, alla dott.sa Roberta Di Martino e al dott. Stefano Di Maria che mi hanno aiutato nella raccolta dei dati.
Un ringraziamento speciale al dott. Rinaldo Fusar Bassini per la pazienza e l’impegno con cui mi ha seguito durante il mio percorso da “cavallara”. Grazie a Chiary, Ire e Vale, le mie speciali compagne di avventura, senza le quali questi anni di università non sarebbero stati così divertenti.
Ringrazio tutti i ragazzi che ho conosciuto nel corso dei miei anni di studio e soprattutto i “cavallari” con i quali ho condiviso fatiche e feste folli.
Grazie a Giulia e Francesca, amiche e compagne di un’esperienza unica: il mitico CAMPUS!
Grazie a Dario, la mia roccia, ha sempre creduto in me e mi ha supportato con molta pazienza anche nei momenti più duri.
Grazie a Ste e Vero, le mie amorose mini e maxi. Loro c’erano quando decisi di iniziare questo percorso e ci sono anche alla sua fine. Grazie per avermi sostenuto e per la vostra meravigliosa amicizia.
Grazie a tutti gli amici che ho conosciuto in questi anni, che mi hanno regalato tante bellissime giornate e mi hanno insegnato che non importa quanto niubbo o nerd uno sia, l’importante è partecipare.
Un grazie molto speciale ai miei genitori, a mia sorella Silvia e ai miei nonni che mi hanno sempre sostenuto e incoraggiato con tanta pazienza e amore.