Nell’allevamento dei rettili in cattività un accurato monitoraggio dei riproduttori presenta una duplice importanza. Permette di sopperire ad eventuali errori di management nel caso di mancata fertilizzazione e inoltre permette di capire quale sia il grado di sviluppo del prodotto del concepimento e quindi di stabilire quale sia il giorno previsto per la deposizione.
Le moderne tecniche di monitoraggio e l’esperienza acquisita in questi ultimi anni permettono inoltre di valutare in modo preciso lo sviluppo follicolare e quindi di stabilire quale sia il periodo migliore per l’accoppiamento.
La presenza di uova in femmine di ofidi, sauri, cheloni e coccodrillo può essere sospettata grazie al graduale aumento del peso e delle dimensioni dell’animale. In alcuni cheloni la presenza di uova può essere apprezzata tramite la palpazione della porzione caudale della cavità celomatica attraverso le fosse prefemorali. L’animale deve essere delicatamente ruotato da parte a parte e se presenti possono venire apprezzate al tatto49. Nella maggior parte dei sauri la deposizione è preceduta da un drastico dimagramento dovuto al consumo delle riserve utilizzate per la vitellogenesi25.
35 L’ultrasonografia è un altro metodo tramite il quale può essere diagnosticata la presenza di uova o di embrioni in femmine di rettili, consente inoltre di monitorare sia il corretto sviluppo del prodotto del concepimento e l’eventuale sviluppo dei follicoli ovarici e programmare gli accoppiamenti50 (Fig.8).
In alternativa può essere impiegato l’uso della radiografia che permette di determinare con certezza assoluta la presenza di gusci calcificati, il loro numero, la loro posizione ed il grado di mineralizzazione. Numerosi studi inoltre hanno dimostrato che le radiazioni non influiscono sull’attività riproduttiva delle femmine con presenza di uova grazie alla minor sensibilità dei rettili alle radiazioni ionizzanti rispetto ai mammiferi più evoluti51,52.
Per un corretto monitoraggio del prodotto del concepimento sarebbe opportuno utilizzare entrambe le metodiche sopra descritte in quanto la radiografia permette di essere applicata anche ad animali molto piccoli, di stabilire l’esatta posizione delle uova ed eventuali aderenze tra i gusci, di stabilire il numero delle uova e anche il grado di calcificazione mentre l’ultrasonografia permette di monitorare le uova durante tutto il loro sviluppo e consente di individuare le vescicole embrionali quando queste non presentano ancora calcificazione. In animali vivipari inoltre può essere utile per valutare la vitalità dei feti.
Le uova dopo la deposizione devono essere rimosse dal terrario per venire incubate artificialmente dall’allevatore. Questa pratica ha diverse funzioni: altre femmine possono scegliere lo stesso sito di nidificazione e danneggiare la covata, alcune uova possono disidratarsi, alcune specie di rettili possono nutrirsi delle uova di consimili, i piccoli possono venire danneggiati o mangiati una volta usciti dal loro involucro, l’ambiente incubatoio può essere controllato molto più facilmente rispetto ad un terrario. La maggior parte delle uova di ofidi e sauri sono elastiche e coriacee al momento della deposizione, al contrario i cheloni depongono uova generalmente più dure. In molte specie di ofidi e sauri inoltre le uova
36 tendono ad aderire le une alle altre dopo la deposizione e in questi casi si raccomanda di non cercare di separarle correndo il rischio di lacerare il guscio ancora molle.
Un incubatrice artigianale può essere facilmente costruita utilizzando una scatola di polistirolo con acqua sul fondo. All’interno verrà applicata una rete plastificata sui cui si appoggeranno delle vaschette contenenti il substrato scelto per alloggiare le uova. Verrà poi introdotta una resistenza elettrica collegata ad un termostato per mantenere costante le temperatura all’interno del sistema ed un igrometro per il monitoraggio dell’umidità. Il substrato idoneo ad accogliere le uova per essere incubate deve essere pulito, non resinoso, non tossico e capace di assorbire una certa umidità.
La maggior parte degli allevatori impiega come mezzo di incubazione un medium fine, sabbia di lido pulita e senza sale, sfango di acquitrino, torba di palude o foglie di quercia ben decomposte. Generalmente un leggero ambiente acido è preferibile rispetto ad uno alcalino in quanto inibisce la possibile crescita di funghi e muffe. Questi tipi di substrato possono però contaminarsi facilmente provocando gravi perdite. Sono disponibili in commercio substrati sintetici come vermiculite e perlite che ben si adattano all’incubazione delle uova di rettile.
Per alcune specie si è inoltre dimostrato efficace l’utilizzo di una rete metallica rivestita in plastica in grado di mantenere le uova sospese su uno strato d’acqua.
Con poche eccezioni e uova non dovrebbero mai venire a contatto diretto con l’acqua o raggrinzirsi per scarsa umidità. Entrambe queste condizioni infatti portano alla compromissione degli scambi gassosi attraverso le membrane e alla conseguente morte del feto.
Se necessario le uova possono essere sperate con una fonte di luce concentrata per determinare il normale sviluppo embrionale. Dopo pochi giorni di incubazione solitamente le uova fertilizzate mettono in luce una rete di delicati vasi sanguigni e l’ombra dell’embrione
37 può essere visualizzata. Le uova di rettili possono inoltre essere sottoposte ad esame ultrasonografico con Doppler per accertare l’accrescimento embrionale53. Molte uova cambieranno forma e colore durante l’incubazione e tali modificazioni non devono essere confuse con alterazioni patologiche.
L’umidità relativa richiesta per la riuscita dell’incubazione di uova di rettile è diversa da specie a specie e di solito varia tra il 65% e il 95%. Le specie tropicali richiedono umidità molto più alta rispetto agli animali deserticoli. Alcuni autori addirittura riportano l’incubazione di uova di specie tropicali al 100% di umidità relativa25.
Numerose ricerche hanno avvalorato la tesi che uno dei fattori più importanti per la riuscita dell’incubazione artificiale è la temperatura. Il range di temperatura ideale per incubare la maggior parte delle uova di rettile sembra essere tra i 25.5 e i 30.0 gradi centigradi. Le specie tropicali e quelle deserticole in genere richiedono alte temperature, mentre altre specie come per esempio i tuatara (Sphenodon punctatus) richiedono una temperatura molto bassa (21°C)54. Il tempo di incubazione delle specie che vivono in climi temperati è solitamente maggiore rispetto ad animali tropicali o deserticoli.
Generalmente il tempo di incubazione delle uova dei rettili è specie specifico e in alcune fasi dello sviluppo embrionale dipende anche dalla temperatura. Per completare lo sviluppo alcune uova di rettile necessitano di sole due settimane mentre altre specie come ad esempio le uova di cheloni e coccodrilli necessitano di due, quattro mesi o oltre. Lo sviluppo embrionale inizia prima della deposizione. In determinate condizioni ambientali, inoltre, gli embrioni sono in grado di arrestare il loro sviluppo dentro al corpo delle femmine fertilizzate o addirittura nel suolo dove sono state deposte le uova. L’iguana iguana ha dimostrato di avere un periodo di sviluppo interno delle uova variabile da 47 a 49 giorni ed un periodo di incubazione esterno dipendente dalla temperatura. Le uova se incubate a 24-25°C, hanno
38 un periodo di schiusa compreso tra 59 e 85 giorni mentre se in cubate tra 26 e 33°C hanno un periodo di schiusa più breve, inferiore ai 71 giorni. In natura il tempo di schiusa delle uova è di 90 giorni. È stato inoltre dimostrato che le uova di iguana rinoceronte (Cyclura c.
cornuta) possiedono un tempo di incubazione di circa 100 giorni ad una temperatura di 26.5°C e che tale tempo si riduca fino ad 85 giorni ad una temperatura di 29,5°C. Anche le uova di Phelsuma madagascariensis hanno un tempo di schiusa di 40-50 giorni se incubate tra 26.7 e 30 °C che può diventare di 59-80 giorni se incubate tra 23.9 e 26.7°C.
In animali ovovivipari, lo sviluppo fetale varia notevolmente a seconda della temperatura ambientale in cui si trova la madre. La maggior parte die boa (animali ovovivipari) necessitano per lo sviluppo dei propri piccoli di 280-285 giorni se mantenuti a temperature ambientali simili a quelle naturali mentre questo valore diminuisce sensibilmente a temperature ambientali più alte.
In molte specie di cheloni, la correlazione tra il tempo di incubazione e la temperatura ambientale è simile a quella di sauri e serpenti. In alcune condizioni ambientali inoltre, le uova fertilizzate dei cheloni vengono ritenute fisiologicamente all’interno dell’ovidutto finché le condizioni atmosferiche non consentano la nidificazione.
39 Fig.5: accoppiamento in tartarughe
del genere Terrapene.
Fig.6: rituali di accoppiamento in serpenti del genere Crotalus
Fig.7: Spermatozoi di Iguana iguana fotografati presso la sezione di Clinica Ostetrica Veterinaria dell’Università di Parma
Fig.8: aspetto ecografico di un follicolo ovarico maturo in Python regius.
40 4. DIMORFISMO SESSUALE E TECNICHE DI SESSAGGIO.
Il dimorfismo sessuale nei serpenti è raro e anche quando presente è poco evidente.
Solitamente nei maschi, la coda risulta essere più larga rispetto a quella della femmina in quanto nel segmento post-cloacale vi sono alloggiati gli emipeni. Il maschio inoltre, è generalmente più piccolo della femmina a parità di età. E’ difficile, indubbiamente, stabilire il genere dei serpenti in base alle dimensioni, se non si hanno due esemplari di sesso opposto a confronto, inoltre bisogna tener conto delle possibili variazioni individuali. Vi sono specie come Python regius, Boa constrictor, Elaphe scalaris, Natrix tesselata, Lamprophis fulginosus, Bitis arietans e Aipysurus laevis in cui è ben riconoscibile questa distinzione, mentre ve ne sono altre che fanno eccezione come per esempio il Coluber caspus, il Coluber gemonensis e la Laticauda colubrina, in cui la femmina è più piccola rispetto al maschio55.
Molti cheloni sono sessualmente dimorfici sebbene i caratteri sessuali secondari siano poco apprezzabili nei soggetti giovani e diventino più evidenti dopo la pubertà. In alcune specie si deve aspettare per più di 10 anni prima che il dimorfismo sia evidente.
Le tartarughe di sesso maschile tendono ad avere un pene di grosse dimensioni che può essere estroflesso in caso di situazioni particolarmente stressanti (come per esempio le visite veterinarie). I maschi sessualmente maturi di molte specie di tartarughe inoltre tendono ad avere una coda più lunga e più spessa rispetto alle femmine di pari dimensioni e la distanza tra il margine caudale del piastrone e l’apertura cloacale è maggiore rispetto alle femmine.
Un altro aspetto che può essere utile nel riconoscimento del sesso delle tartarughe adulte è la valutazione della forma del piastrone che nei maschi è solitamente più concavo rispetto a quello delle femmine.
41 Nella maggior parte dei cheloni inoltre i maschi sono di dimensioni più piccole delle femmine sebbene vi siano alcune eccezioni come per esempio Geochelone sulcata e Chersina angulata25.
Vi sono poi caratteri sessuali secondari legati alla specie che viene presa in considerazione, in alcune tartarughe appartenenti al genere Terrapene spp. il colore dell’iride è rosso acceso nei maschi e giallo-marrone nelle femmine. I maschi di alcune specie semi acquatiche (per esempio Trachemys spp.) possiedono unghie particolarmente lunghe e spesse sugli arti anteriori mentre in alcuni esemplari di Indotestudo elongata la colorazione della testa e le macchie presenti possono variare tra maschio e femmina durante la stagione riproduttiva.
Nelle tartarughe appartenenti al genere Gopherus spp. infine, sono presenti dei tubercoli situati sulla porzione ventro-laterale della mandibola (ghiandole mentoniere probabilmente deputate a secernere ferormoni) molto più sviluppati nei maschi rispetto alle femmine25. Sebbene la determinazione del sesso sia spesso difficile nei soggetti giovani molti sauri adulti hanno dimorfismo sessuale evidente.
I maschi maturi di Iguana iguana, per esempio, hanno spine dorsali più sviluppate rispetto alle femmine, possiedono un’ampia giogaia e due emipeni ben evidenti alla base della coda.
Molti camaleonti di sesso maschile hanno elaborati ornamenti sulla testa (elmi, corna, creste ecc.) che mancano del tutto nelle femmine (Fig.9). In genere infine i sauri maschi sono più grandi delle femmine di pari età e hanno la testa più sviluppata e i colori più brillanti. I pori femorali o precloacali, ove presenti, sono più sviluppati nei maschi che nelle femmine.
Nonostante tutto comunque anche tra i sauri esistono molte specie come per esempio Tiliqua scincoides, Tiliqua intermedia, Gerrhosaurus major e Pogona vitticeps che anche in età adulta non mostrano alcun carattere sessuale secondario evidente rendendone molto difficile il riconoscimento del sesso56.
42 Per garantire migliori performance riproduttive e a causa della non sempre semplice determinazione del sesso nelle diverse di rettili, nel tempo sono state messe a punto diverse tecniche di sessaggio in grado di permettere la distinzione tra maschi e femmine anche negli animali con dimorfismo scarso o addirittura nullo. Data la grande varietà e l’estrema variabilità tra le specie non è possibile determinare quale sia la tecnica migliore in assoluto ma ogni metodica sarà più o meno indicata a seconda delle situazioni.
4.1 PRINCIPALI METODI DI SESSAGGIO CLASSICI UTILIZZATI NEI RETTILI