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Risultati fase 1

I campioni di cute affetti da trombiculosi (Trombicula autumnalis), come risultato dalla prova con diafanizzazione mediante KOH test, erano rispettivamente 16/60 per la provincia di Lecco e 25/131 per la Val D’Ossola.

All’osservazione al microscopio, previa colorazione con ematossilina-eosina, evidenziavano infiltrato cellulare infiammatorio, e , due di questi ( 3249* e 24054*) mostravano la presenza fisica del parassita.

I camosci non infestati da trombiculosi (tabella 5) alla colorazione con ematossilina- eosina non presentavano infiltrato infiammatorio.

I 4 campioni di cute che presentavano altra ectoparassitosi, riferibile ad infestazione da zecche Ixodidae , 3/4 erano risultati positivi al KOH test. In questi campioni, all’ ematossilina-eosina è stato possibile valutare la presenza di infiltrati infiammatori da perivascolari ad interstiziali, da minimi a moderati, multifocali, caratterizzati dalla presenza di qualche granulocita eosinofilo e linfocita.

Le larve di Trombicula autumnalis (Figura 13 e 14) erano localizzate sulla superficie cutanea al di sopra dello strato cheratinico, entrambi gli acari avevano il corpo orientato perpendicolarmente alla superficie della cute e esso allo strato corneo con i cheliceri dell’ apparato buccale, lo gnatosoma (figura 15). Al di sotto dei parassiti si osservava lo stilosoma come una struttura a forma di cono rovesciato costituito da una parte centrale rosata, eosinofila, ed i margini caratterizzati da aree di necrosi di colore blu. Lo stilosoma si sviluppa nella parte intraepidermica ed occupa anche la porzione superficiale del derma con la sua estremità. Anche in assenza del rilievo dei parassiti, in alcuni dei casi positivi all’KOH si è riscontrata la presenza dello stilosoma (11/41).

Le reazioni flogistiche comprendono ipercheratosi e paracheratosi dello strato corneo e presenza di un numero elevato di macrofagi, granulociti neutrofili ed eosinofili caratteristici di una risposta cellulo mediata.

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Si osservano iperplasia epidermica con ipercheratosi, croste sierocellulari e presenza di un parassita adeso alla superficie cutanea, con asse maggiore in

direzione perpendicolare all’epidermide. Nel contesto dell’ epidermide e del derma superficiale si osserva una struttura compatta, amorfa, eosinofilica riferibile ad uno stilosoma. Nel derma sono evidenti infiltrati infiammatori diffusi con lieve fibrosi (figura 13).

Figura 13 – Larva di Trombicula autumnalis con stilosoma, 10x, E-E.

Sezione di cute. Si evidenziano l’apparato buccale, gnatosoma (Gn) della larva (LT), attraverso cui si ancora allo strato corneo (Sc) dell’epidermide (Ep). Si valuta il cono eosinofilico (CE) determinato dalla saliva che il parassita

produce e attraverso la quale inizia la formazione dello stilosoma (St). Ai lati del cono si possono valutare la presenza di necrosi (N) e infiltrato infiammatorio (InIf).

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Figura 14, maggiore ingrandimento della foto precedente. Si nota che il parassita presenta una cuticola esterna eosinofilica chitinosa che riveste una cavità

contenente sezioni di apparato digerente, un apparato boccale rivolto verso la superficie epidermica e sei paia di zampe (larva di Trombicula autumnalis). Lo stilosoma sottostante risulta circondato da detriti cellulari basofili e cellule infiammatorie .

Figura 14 - Larva di Trombicula autumnalis, 20X, E-E.

(LT) larva di T. autumnalis, (Gn) gnatosoma, (CE) cono eosinofilico, (St) stilosoma, (N) necrosi, (Sc) strato corneo, (Ep) epidermide.

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Dall’ immagine (figura 15) si denotano i tre segmenti di natura chitinosa, che articolandosi tra loro vanno a formare il chelicero.

Inoltre, si osserva come i cheliceri di T. autuminalis perforino lo strato epidermico, andando a costituire il cono eosinofilico dello stilosoma.

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Nel derma si nota la presenza di una sezione circolare di stilosoma, amorfo, debolmente PAS-positivo, circondato da diffusa reazione infiammatoria composta prevalentemente da macrofagi, linfociti, granulociti neutrofili ed eosinofili e rare plasmacellule. L’ epidermide sovrastante è moderatamente iperplasico. Come descritto in letteratura (Shatrov, 2000,2009), la porzione più esterna dello stilosoma è costituita da un complesso di glicoproteine, che con la colorazione PAS si presenta debolmente PAS positivo (Figura 16).

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Come evidente in Figura 17, i campioni analizzati e positivi al test del potassio idrato mostrano segni di lieve iperplasia dell’epidermide e moderata ipercheratosi con dermatite caratterizzata dalla presenza di diffusi infiltrati infiammatori costituiti da macrofagi, linfociti, granulociti eosinofili associati alla presenza di sezione circolare di stilosoma eosinofilico. Lo stilosoma risulta circondato da detriti cellulari.

Figura 17- Infiltrato infiammatorio e stilosoma di Trombicula autumnalis, 20X, E-E.

In figura 17 si evidenziano lo stilosoma (St) della larva e l’infiltrato infiammatorio (InIf) da essa determinato, lo strato corneo (Sc) e l’epidermide (Ep).

St Sc Ep

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Risultati fase 2

Per meglio studiare le popolazioni cellulari presenti a livello dell’infiltrato infiammatorio è stata effettuata la colorazione immunoistochimica rispettivamente per le sottopolazioni linfocitarie B (Ab anti-CD79α+) e T (Ab anti-CD3+) e per i macrofagi (Ab anti-CD68+).

I risultati di questa fase si possono osservare nelle foto (Figure 18, 19, 20, 21) in cui si riscontra una presenza di macrofagi (Figura 18, 19) intorno allo stilosoma, linfociti B (Figura 20) e T (Figura 21), con netta prevalenza della popolazione macrofagica su quella linfocitaria.

Gli infiltrati macrofagici (CD68+) che circondano lo stilosoma vanno a formare una reazione a carattere granulomatoso attorno allo stilosoma, ma hanno anche una localizzazione diffusa nel derma circostante.

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Forte ingrandimento della figura 18. Si osserva la positività citoplasmatica granulare dei macrofagi con anticorpo anti-CD68, caratterizzati da citoplasma abbondante e propaggini citoplasmatiche.

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L’anticorpo CD79α+ ha messo in evidenza la presenza di linfociti B e plasmacellule multifocali negli infiltrati infiammatori del derma (figura 20).

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Mediante CD3 vengono osservati rari linfociti T (CD3+) nell’ infiltrato infiammatorio non direttamente a contatto con lo stilosoma, ma nelle sue adiacenze (figura 21).

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Conclusioni

In questo elaborato di tesi abbiamo riscontrato la presenza dell’ infiltrato infiammatorio e dello stilosoma determinato dalla larva del parassita in 11/41 dei soggetti positivi al KOH test; di questi, 2/41 presentavano, oltre alle lesioni sopracitate, anche la larva di T. autumnalis. Grazie a tali risultati, l’ indagine ha consentito di studiare anche l’interazione parassita-ospite.

L’ incidenza dell’ ectoparassitosi è stata del 27% nei soggetti provenienti dalla provincia di Lecco e del 19% per quelli della Val D’Ossola, senza differenze significative tra loro (p>0.05). Inoltre i soggetti affetti da trombiculosi formavano dei cluster rappresentati dai distretti di Campelli-Maesimo, Resegone (Lecco) e Vigezzo (Val D’Ossola).

L’ 85% dei camosci positivi al test KOH e affetti da trombiculosi si localizzava a quote comprese tra i 1400 e i 1800 metri di altitudine (35/41), questo, probabilmente legato all’attività biologica del parassita che risente della temperatura ambientale. Infatti Trombicula autumnalis è attivo soprattutto a temperature comprese tra i 19 e i 25 °C e inattivo sotto i 15°C (www.lucianoschiazza.it). Per quanto riguarda i 6 casi riscontrati a quote diverse da queste, 4/41 sono stati identificati ad altitudini inferiori di 1400 metri e 2/41 a quote superiori di 1800 metri. È possibile pensare che il parassita si stia adattando ad un range di temperatura ambientale più ampio, oppure, come spiegazione più semplicistica, che i camosci affetti da trombiculosi si siano spostati in altri distretti, a quote diverse da quelle sopracitate.

Si osserva, inoltre, come i camosci maggiormente affetti da Trombiculosi siano soggetti di età compresa tra 1 e 4 anni.

A causa della localizzazione delle larve è stato difficile rilevare la presenza di parassiti all’esame istopatologico, probabilmente rimossi durante la processazione. Il numero di T.autumnalis riscontrato mediante raschiato cutaneo, test di elezione per il rilievio di parassiti a localizzazione superficiale, è risultato infatti di gran lunga superiore rispetto a quanto riscontrato all’esame istopatologico (solo 2).

Tramite istopatologia è stata pero’ riscontrata la presenza di un altro parassita riferibile a zecche Ixodidae in 4 dei 191 campioni esaminati, 3 dei quali positivi al test

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del potassio idrato. Poiché il lavoro di ricerca intrapreso era volto allo studio della trombiculosi, ed essendo la presenza di zecche un reperto comune negli animali che vivono in ambiente selvatico, queste non erano state segnalate al momento dell’invio dei campioni.

Tramite istopatologia abbiamo potuto identificare la presenza del parassita (2 casi) compatibile con acaro T.autumnalis per dimensioni e per morfologia anche se l’identificazione certa del parassita era già stata eseguita tramite test KHO. Con l’esame istopatologico è stato pero’ possibile identificare oltre che al parassita anche l’interazione di questo acaro con l’ospite espletata attraverso la formazione del suo stilosoma. Infatti, contemporaneamente all’azione meccanica dei cheliceri sulla cute, la larva produce saliva, che contenedo enzimi digestivi, determina la lisi dei cheratinociti. Lo stilosoma, al di sotto delle larve, si osserva come una struttura conica e tubulare costituita da una parte centrale rosata, eosinofila, ed i margini caratterizzati da aree di necrosi di colore blu. Lo stilosoma si sviluppa nella parte intraepidermica ed occupa anche la porzione superficiale del derma con la sua estremità.

Le lesioni istopatologiche rilevate alla colorazione con ematossilina eosina sono risultate caratteristiche di una dermatite cronica con segni di lieve ipercheratosi e paracheratosi ed infiltrazione flogistica superficiale, media e profonda del derma. La caratterizzazione dell’infiltrato flogistico, mediante l’immunoistochimica, ha consentito di evidenziare come questo risultasse essere costituito da una presenza elevata di macrofagi, granulociti eosinofili, linfociti B, rispetto ai linfociti T che risultano essere poco rappresentati.

La massiva presenza di macrofagi è determinata dalla reazione “da corpo estraneo” nei confronti dello stilosoma della larva che perfora l’epidermide, mentre i granulociti eosinofili ed i linfociti B sono caratteristici di una risposta immuno-mediata dell’ ospite, di tipo Th2, responsabile dei fenomeni allergici segnalati nelle diverse specie animali e nell’ uomo in corso di trombiculosi.

In conclusione il nostro studio ha confermato la presenza di Trombiculosi nelle popolazioni di camoscio presenti nel nostro arco alpino, come segnalato in precedenza in Sϋdtirol e in Austria (Shatrov Andrew B., 2009); l’esame

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istopatologico è utile non tanto nel riconoscimento del parassita, che avviene mediante altre tecniche elettive, ma per il rilievo di parti del parassita che effettivamente interagiscono con l’ospite, ovvero lo stilosoma. Tramite l’esame istopatologico e l’immunoistochimica è stata anche caratterizzata per la prima volta l’infiltrazione flogistica in corso di trombiculosi nel camoscio Alpino (Rupicapra rupicapra subsp. Rupicapra)

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Bibliografia

Ambrosi T, G. Peschini. Caccia in Val Brembana.“La trombiculosi”,Comprensorio

venatorio alpino della Valle Brembana, 2003, pag. 24.

Andreoli E, Radaelli E, Bertoletti I.Leptospira Infection in wild ruminants : a survey in

central Italian Alps. 2014, Vet Ital; 50(4):285-91.

Brennant JM, Goff ML.Keys to the genera of chiggers of the western hemisphere

(ACARINA: TROMBICULIDAE). 1977, J. Par.; 63(3):554-66.

Carnevali L, Pedrotti L., Rinda F., Toso S., Banca dati ungulati – Status distribuzione, consistenza, gestione e prelievo venatorio delle popolazioni di Ungulati in Italia, Rapport/Report, 2001-2005.

Carvalho J, Serrano E, Pettorelli N. Sarcoptes scabiei infestation does not alter the

stability of ectoparasite communities.2016, Parassitol. Vect.; 9:379.

Casaubon J, Vogt HR. Bovine viral diarrhea virus in free-ranging wild ruminants in

Switzerland: low prevalence of infection despite regular interactions with domestic livestock. 2012, BMC Vet. Res.; 8:204.

Casaubon J, Chaignat V, Vogt HR. Survey of Bluetongue Virus infection in free-ranging

wild ruminants in Switzerland. 2013, BMC Vet. Res.; 9:166.

Caswell J.L., Yager J.A., Ferrer L., Malcom Weir J.A. Canine Demodicosis: A Re-

examination of the Histopathologic Lesions and Description of the Immunophenotype of Infiltrating Cells.1995, Vet. Dermatol.; 6 (1):9-19.

Chiari M, Sozzi E, Zanoni M, alborali LG, Lavazza A, Cordioli P. Serosurvey for

Schmallemberg Virus in Alpine Wild Ungulates. 2013, Transboun. and emer. Dis.; 3(1):5-8.

Couturier MAJ. Le chamois. B. Arthaud-Editeur, Grenoble, 1938; 855 pp.

Crestanello B .Variabilità genetica, divergenza e traslocazione nel camoscio (Rupicapra

ssp.): implicazioni per la tassonomia e la gestione. Dottorato di ricerca in biologia, Università degli studi di Ferrara, 2002-2004; pp. 120.

82 Day M.J. An immunoisthochemical study of the lesions of the demodicosis in the dog.

1997, J. Comp. Path.; 116-203-216.

Davoust B, Socolovschi C, Revelli P, Gilbert P, Marié JL, Raoult D,Parola P. Detection of

Ricketsia helvetica in Ixodes ricinus ticks collected from Pyrenean chamois in France. 2012, Ticks and tick-borne dis.; 386-387.

De Liberato C,Berrili F, Marangi M. Giardia Duodenalis in Alpine (Rupicapra rup) and

Appennine (rup. Pyrenaica ornata) chamois. 2015, Parassitol Vect.; 8:650.

De Meneghi D, Ferroglio E, Bollo E. Dermatophilosis of Alpine Chamois (rupicapra

rupicapra) in Italy. 2002, Shweiz Arch Tierheilkd; 144(3):131-6.

Dolan JM. Beitrag zur systematischen Gliederung des Tribus Kupicupini Simpson 1945.

1963, Zeitschrift fur zoologische Systematik und Evolutionsforschung; 1: 311-407.

Enzenwa WO, Jolles AE. From host immunity to pathogen invasion: The effects of

helmin coinfection on the dynamic of micoparasites. 2011, Integr. Comp. Biol.; 51:540- 551.

Formenti N, Gaffuri A, Trogu T. Spread and genotype of Toxoplasma Gondii in naturally

infected alpine chamois (Rupicapra rupicapra Subsp. Rupicapra). 2016, Parassitol. Res.; 115(5):2115-20.

Francione E, S. Manapace, E. Zanon. “ Le principali patologie della fauna”. Accademia

Ambiente Foreste e Fauna del Trentino. 2014, Pag 27,28,29.

Gomez-Puerta LA, Olazabal J, Lopez-Urbina MT, Gonzalez AE. Trombiculiasis caused by

chigger mites Eutrombicula ( Acari: Trombiculidae) in Peruvian alpacas. 2012, Vet. Paras.; 294-296.

Gross T.L., Stannard A.A., Yager Y.A. An anatomical classification of folliculitis. 1997,

Vet. Derm.; 8: 147-156.

Hoby S, Mathis A, Doherr MG. Babesia Capreoli infections in Alpine Chamois (rupicapra

r. rupicapra), Roe Deer (capreolus c. capreolus) and Red Deer (cervus elaphus) from Switzerland. 2009, J. Wild Dis.; 45(3):748-753.

83 Holzwarth N, Pospichil A, Mavrot F. Occurrence of Clamydiaceae, Mycoplasma

Conjunctivae, and Pestiviruses in Alpine Chamois ( rupicapra r. rupicapra) of Grisons, Switzerland. 2012, Vet. Scien.; 38:133.

Huemer HP, Zobl A, Windisch A. Serogical evidence for Parapoxvirus infection in

chamois from the Tyrol regions of Austria and Italy. 2014, Vet. Ital.; 50(3):233-6.

Ingrosso, 2008-2009. Variabilità genetica di MHC di classe II locus DRB in popolazioni

selvatiche di camoscio alpino (Rupicapra r. rupicapra) e camoscio pirenaico (Rupicapra p. pyrenaica).

James H, MD Diaz, MPH&TM, Dr PH. Mite-Transmitted Dermatoses and Infectious

Disease in Returning Travelers. 2009, Jour. of Travel Med.; 21-31.

Larska M, Krzysiak MK, Jablonski A. Hepatitis E virus antibody prevalence in wild life in

Polland. 2015, Zoon. Public Hea.;27:121.

Lia RP. “parassitologia e malattie parassitarie”. Ambrosiana, 2008.

Little S.E., K.P. Carmichael, P.M. Rakich. Trombidiosis-induced Dermatitis in White-

tailed Deer (Odocoileus virginianus). 1997, Vet. Pathol. ; 34:350-352.

Liz JS, Sumner JW, Pfister K, Brossard M. PCR Detection and Serological Evidence of

Granulocytic Ehrlichial Infection in Roe Deer (Capreolus capreolus) and Chamois (Rupicapra rupicapra). 2002, J. of Clinic. Microbiol.; 40(3):892-897.

Lovari S & Scala C. Revision of Rupicapra Genus. I. A statistical reevaluation of

Couturier’s data on the morphometry of six chamois subspecies. 1980, Boll. Zool.; 47:113–124.

Lovari S. Behavioural repertoire of the Abruzzo Chamois (Rupicapra pyrenaica ornata).

1985, Saugetierkundliche Mitteilungen; 32:113-136.

Lovari S. Evolutionary aspects of the biology of chamois, Rupicapra spp. (Bovidae,

Caprinae). In: The biology and management of Capricornis and related mountain antelopes. Soma H. (ed). Croom-Helm: London, 1987, pp 51-61.

84 Lydekker R . Artiodactyla, family Bovidae, subfamilies Bovinae to Ovibovinae (cattle,

sheep, goats, chamois, serows, takin, musk-oxen, etc.). In: Catalogue of the ungulate mammals in the British Museum (Natural History). Trustees of the British Museum (Nat. Hist.), London,1913, Vol. I. 249 pp.

Martin C, Duquesne V, Adam G. Infection at the wild and domestic ruminants interface

in the French Southern Alps. 2015, Vet. Microbiol.; pp 341-348.

Masini F & Lovari S . Systematics, Phylogenetic Relationships and dispersal of the

Chamois (Rupicapra spp.). 1988, Quatern. Res.; 30:339-349.

Mavrot F, Zimmermann F, Vilei EM. Is the development of infectious

Keratoconjunctivitis in Alpine Ibex and Alpine Chamois influenced by topographic features . 2012, Europ. Jour. of Wild. Res.; 58:869-874.

Mazzi V . “Manuale di tecniche istologiche ed istochimiche”. Piccin Editore, 1977. Mengual-Chulia B, Domenis L, Robetto S, Bravo IG. A novel papillomavirus isolated

from nasal neoplasia in an italian Free-ranging chamois (rupicapra r. rupicapra). 2014, Vet. Microbiol.; 172:108-119.

Mick V, Le Carrou G, Corde Y. Brucella militensis in France: Persistence in Wildlife and

Probable Spillover from Alpine Ibex to Domestic Animals. 2014, Jour. plos one; 6:223- 224.

Mustoni A., Pedrotti, L., Zanon, E., Tosi, G. Ungulati delle Alpi – Nitida Immagine

Editrice, Cles (TN),2012.

Nascetti G, Lovari S, Lanfranchi P, Berducou C, Mattiucci S, Rossi L, Bullini L . Revision

of Rupicapra genus III: electrophoretic studies demonstrating species 118 distinction of chamois populations of the Alps from those of the Apennines and Pyrenees. In: Lovari S (ed) Biology and management of mountain ungulates. Croom–Helm, London,1985; pp 57–62.

Otto QT, Leonora C. Jordan. An orf-like condition caused by trombiculid mites on

85 Pérez T, Albornoz J, Dominguez A. Phylogeography oh chamois (Rupicapra spp.)

inferred from microsatellites. 2002, Mol. Phyl. Evol.; 25:524-34.

Pioz M, Loison A, Gibert P. Antibodies against Salmonella is associated with reduced

reproductive succes in female alpine chamois ( rupicapra rupicapra). 2008, Can. Jour. of Zool.; 86(10):1111-1120.

Posautz A, Loncaric I. Acute Die-off of Chamois ( rupicapra rupicapra) in the Eastern

Austrian Alps due to Bacterial Bronchopneumonia with Pasteurellaceae. 2014, J. of Wil. Dis.; 50(3):616-620.

Rode B, Bavdek SV, Lackovìc G. Immunohistochemical study of normal and mange (S.

scabiei var. rupicaprae)infested chamois ( Rup. Rup.) skin. 1998, Anatomia, Histologia, Embryologia; 27(3): 187-192.

Rojas M, Lobato I, Montalvo V. Fauna parassitaria de camelidos sud americanos y

ovino en paqueños rebaños mixtos familiares. 1993, Rev.inv.pec.; (6)22-27.

Rossi L, Fraquelli C, Vesco U. Descriptive epidemiology of a scabies epidemic in

chamois in the Dolomite Alps, Italy.2007, Europ. Jour. of wild. Res.; pp 131-141.

Salvadori C, N. formenti, T. Trogu, P. Lanfranchi, R.A. Papini e A. Poli Demodicosis in

Chamois (Rupicapra rupicapra subsp. Rupicapra) in the Italian Alps, 2013-2014,196.

Shatrov Andrew B. Stylostome formation in trombiculid mites (Acariformes: Trombiculidae). 2009, Exp. and Applied Acarol.; 49(4):261-80.

Sloss MW, RL Kemp, AM Zajac. Veterinary Clinical Parassitology. Iowa State University

Press, Ames, Iowa, 1994.

Soulsby EJL . Helmints , Arthropods and protozoa of domesticated animals. 7th Ed.,

Baillière Tindall, 1986.

Spagnesi M, De Marinis A.M.- Mammiferi d’Italia, Quaderni di conservazione della

Natura.

Taylor M.A. , R.L. Coop, R.L. Wall.Parassitologia e malattie parassitarie degli animali,

86 Takashi Tsunoda, Mamoru Takahashi. Host-Seeking Behavior of Trombiculid Mites on

Vegetation in relation to Sika Deer, 2015. Oxford University;pp 283-288.

Urquhart GM . Parassitologia veterinaria. Ed. U.T.E.T., 1999.

Walker, Alan R. Arthropods of humans and domestic animals: a guide to preliminary

87

Sitografia

www.ematosvetlab.com/istopatologico.php www.uniba.it/ricerca/lallestimento-di-un-campione-biologico www.lucianoschiazza.it/documenti/trombiculosi.html www.bariparasitology.it www.istologia.unige.it www.leicabiosystem.com www.fluorescencemicroscopy.it

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Ringraziamenti

Tutte le persone citate in queste pagine hanno svolto un ruolo fondamentale nella stesura del mio elaborato di tesi, ma desidero precisare che ogni errore o imprecisione è imputabile soltanto a me.

Vorrei ringraziare innanzitutto il Professor Alessandro Poli per avermi dato la possibilità di lavorare con lui al mio progetto di tesi, per i preziosi consigli ed insegnamenti al riguardo e per essere stato sempre disponibile, paziente e comprensivo con me. A lui va tutta la mia stima.

Ringrazio la Dottoressa Claudia Salvadori che ha sempre avuto mille premure per la sottoscritta, aiutandomi non poco alla realizzazione della tesi.

I miei ringraziamenti vanno alla Prof. Francesca Abramo, per l’estrema professionalità e disponibilità dimostratami.

Voglio ringraziare il tecnico di laboratorio biomedico Davide Lorenzi che, oltre ad insegnarmi “l’arte del taglio al microtomo” ed aiutarmi nelle varie fasi di preparazione dei miei campioni, ha reso il periodo trascorso in laboratorio piacevole e divertente. Col cuore, ma davvero con tanto cuore, ringrazio i miei due angeli (mica tanto) custodi, due veterinari, due professionisti, due amici speciali : il Dottor Guido Rocchigiani con cui ho trascorso momenti davvero memorabili nel corso della mia vita da universitaria ( e le foto lo dimostrano!) e che si è sempre reso disponibile per togliermi qualsiasi dubbio durante la stesura della mia tesi; la Dottoressa Camilla Lazzarotti, conosciuta da poco (purtroppo), che si è fin da subito dimostrata disponibile a supportarmi e sopportarmi per qualsiasi cosa ed in ogni situazione, posso dire di aver trovato un’ Amica. Ragazzi non so ancora come e quanto ringraziarvi per l’aiuto impagabile che mi avete dato!

Ringrazio sentitamente il Dottor Andrea Bertani, che da qualche mese mi ha dato la preziosa opportunità di frequentare il suo ambulatorio veterinario per imparare questo meraviglioso mestiere.

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Un grazie speciale va ad Aurora ed Irene, le mie amiche storiche targate “Unipi” , con voi non sono mai mancate le risate, i consigli, gli abbracci, le chiacchere, le feste della birra (e i bagni delle feste della birra), le braciate, gli scoop, i cocker, il Mugello, Vale46 ed ancora tante risate. Vi voglio un mondo di bene amiche mie!

Ringrazio Nicola, amico e collega, per aver sempre potuto contare su di lui e con il quale ho affrontato allenamenti sulle piagge, necroscopie di tassi, immunoistochimiche, feste anni ’90 e quant’altro durante questi anni.

Vorrei ringraziare Valentina, anche se adesso ci siamo un allontanate, che ha fatto parte della mia quotidianità, della mia casa, del mio mondo quasi come una sorella. Alle bimbe conosciute in laboratorio, Giulia e Carolina, voglio dire un miliardo di grazie per essermi state cosi vicine durante tutto il periodo trascorso insieme.

Un ringraziamento doveroso va ai ragazzi del mio corso Adriana, Alice, Alessandra, Cristina, Elena, Fiammetta, Flavia, Valentina C, Martina, Federica, Giulia, Marta, Lolla, Julietta, Silvia, Ado, il Della e Mirko che per me ci sono sempre stati.

Voglio ringraziare anche gli altri ragazzi che ho conosciuto durante questo mio cammino e che non ho nominato finora: Chiara, Viola, Martina, Eleonora, Nadia, Simo, Andre, Dome, il Donny e tutto il resto della ciurma.

Il ciclismo, uno sport, uno stile di vita, una filosofia. A lui sono infinitamente grata per avermi insegnato che con tanti sacrifici, determinazione, fatica, forza di volontà e credendo sempre in ciò che si fa si riescono a raggiungere traguardi impensabili. Basta crederci sempre e non arrendersi mai.

Desidero ringraziare i miei suoceri, Luciana e Flavio, perché mi hanno sempre aiutato in qualsiasi modo, contribuendo non poco al raggiungimento di questo mio traguardo.

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