Tecnologie di Next Generation Sequencing ed applicazion

Con il termine Next Generation Sequencing (NGS), si indica un insieme di tecnologie sviluppate per l’analisi di estese regioni genomiche attualmente impossibili o difficili da analizzare attraverso il metodo di Sanger, col principale vantaggio di ottenere un grande volume di dati a costi ridotti, sfruttando la combinazione di diverse strategie analitiche che includono: preparazione del templato, sequenziamento, allineamento genomico. Nello specifico, il primo passaggio può avvenire tramite due distinti metodi: la prima consiste in una reazione di amplificazione clonale che può essere svolta in fase solida tramite primers legati covalentemente ad un substrato per ottenere clusters di ampliconi, oppure tramite l’allestimento di una emulsion PCR all’interno di un sistema separato, in cui ciascuna libreria genomica viene complessata ad una sequenza oligonucleotidica che funge sia da innesto per il primer, sia da adattatore per una biglia di amplificazione utilizzata da supporto ai filamenti di DNA neosintetizzati. Sebbene il metodo basato sull’amplificazione clonale offre il vantaggio di evitare la perdita di sequenze genomiche, alcuni protocolli risultano laboriosi e richiedono l’uso di una grande quantità di DNA (3-20µg). Il secondo metodo nella preparazione del templato invece, oltre ad una minore quantità di DNA richiesto, non prevede l’allestimento di una reazione di amplificazione che può accidentalmente introdurre mutazioni nella sequenza amplificata a livello delle regioni ricche di G-C o A-T. Anche in questo caso il metodo utilizza una fase solida sulla quale sono fissati, a seconda della tecnologia scelta, adattatori, primers o molecole di DNA polimerasi, dove si lega il templato precedentemente ridotto in frammenti di ̴ 200 – 250 bp, in una reazione diretta di NGS.

Anche nella fase di sequenziamento sono stati sviluppati diversi metodi, un primo sistema viene chiamato: terminazione ciclica reversibile (CRT), e consiste in una serie di cicli in cui il terminatore di catena corrispondente alla base complementare del filamento stampo da sequenziare, una volta incorporato, subisce un clivaggio finale per rimuovere dalla struttura del nucleotide la porzione del

terminatore ed il marcatore fluorescente. Un secondo sistema definito sequenziamento per ligazione, prevede l’ibridazione ciclica sul frammento da analizzare con sonde complementari marcate con fluorocromo, che viene rimosso alla fine di ogni ciclo di ibridazione. Un terzo sistema associato all’amplificazione clonale di tutti i frammenti che compongono la libreria genomica, si basa sulla variazione elettrochimica tramite sensori semiconduttori presenti in serie all’interno di un chip invece che sull’utilizzo di un fluorocromo. La caratteristica di questo sistema, consiste nel fatto che l’incorporazione di un nucleotide, determina un aumento del PH a causa del rilascio di ioni H+ da parte della DNA polimerasi, che viene registrato dai semiconduttori e convertito in segnale analitico corrispondente alla base annessa (Fig.3.2). La variazione del PH sarà quindi proporzionale al numero di basi complementari presenti sul filamento stampo da sequenziare. Il quarto ed ultimo passaggio delle metodiche di sequenziamento NGS è rappresentato dall’allineamento dei frammenti sequenziati (reads), che viene effettuato comunemente, attraverso l’uso di una sequenza di riferimento ottenuta da genomi noti. Un secondo metodo impiegato spesso nell’analisi del genoma batterico o nelle librerie BAC, consiste invece nell’assemblare le reads de novo per determinare l’esatta sequenza del genoma attraverso l’uso di un set di algoritmi [114].

FIGURA 3. 2. Rappresentazione grafica delle differenze presenti nella sequenza del mitogenoma analizzato con la rCRS. Le posizioni

La grande mole di dati a basso costo prodotti dalle tecnologie Next Generation Sequencing hanno permesso in questi ultimi anni un ampia versatilità nell’utilizzo di queste piattaforme nei più svariati ambiti di ricerca mirati allo studio dell’intero genoma umano, coinvolgendo la genetica medica nell’analisi delle sue varianti e la loro associazione ai fenotipi patogeni, a livello epigenetico, nella farmacogenetica nella scoperta di nuovi alleli, così come nella genetica di popolazione per i marcatori di linea del cromosoma Y e del DNA mitocondriale e per i geni autosomici. Infine un ulteriore applicazione tutt’ora in fase di studio e validazione, riguarda l’uso del NGS nel settore della genetica forense, che attraverso l’analisi dell’intero genoma mitocondriale, troppo esteso per il solo metodo di Sanger, permetterebbe di fornire un aumento del potere discriminativo in individui che apparentemente risiedono sulla stessa linea materna.

3.4

La sequenza di riferimento di Cambridge

Nel 1981 viene sequenziata per la prima volta presso il laboratorio di Frederick Sanger a Cambridge l’intera sequenza del genoma mitocondriale da Anderson et al. [1], questo evento rappresenta una pietra miliare negli studi di antropologia molecolare, genetica medica e genetica forense, essendo da quel momento in avanti utilizzata come riferimento indispensabile per l’osservazione dei polimorfismi presenti sulla catena leggera del genoma mitocondriale analizzato. Per tale ragione viene definita appunto: sequenza di riferimento di Cambridge (RCS). Nel corso degli anni, alcune discrepanze riportate in letteratura [115] hanno spinto nel 1999 Andrews et.al a rianalizzare la placenta umana di origine Europea utilizzata per il primo sequenziamento, confermando la presenza di undici errori e di sette rari polimorismi a carico della CRS (Tab.3.1). Uno degli errori osservati più importanti, riguarda la perdita di una citosina in posizione 3106 che avrebbe quindi ridefinito la corretta lunghezza della sequenza di riferimento. Tuttavia l’accorciamento della sequenza avrebbe apportato una maggiore confusione interpretativa, in particolare per gli studi già presenti in letteratura. Andrews et.al decisero quindi di mantenere la precedente numerazione inserendo una

delezione in posizione 3107. Fortunatamente nessun errore viene rilevato a all’interno della regione di controllo della CRS. Queste ambiguità possono essere giustificate a causa delle prime rudimentali procedure di sequenziamento utilizzate, colmate all’epoca da Anderson et al., inserendo sequenze di cellule tumorali immortalizzate HeLa e DNA mitocondriale bovino. La sequenza corretta viene quindi definita col nuovo termine di revised Cambridge Reference Sequence (rCRS) ed accettata come nuovo riferimento per le comparazioni, e sulla base della citosina presente in posizione 14766 e 7028 viene assegnata all’aplotipo H.

Posizione Sequenza precedente Sequenza rianalizzata Note

263 A A polimorfismo raro 311-315 CCCCC CCCCC polimorfismo raro 750 A A polimorfismo raro 1438 A A polimorfismo raro 316-3107 CC C errore 3423 G T errore 4769 A A polimorfismo raro 4985 G A errore 8860 A A polimorfismo raro 9559 G C errore 11335 T C errore 13702 G C errore 14199 G T errore 14272 G C errore (bovino) 14365 G C errore (bovino) 14368 G C errore 14766 T C Errore (HeLa) 15326 A A polimorfismo raro