Modulo 7-8: Procedure minimamente invasive

Modulo 7-8: Procedure minimamente invasive

Andrea Lorenzon - [email protected]

(ovvero la prima, decima o centesima volta in cui vi verrà mostrato come prendere un topo)

Cosa sono?

Procedure sugli animali che possono richiedere contenimento, ma non sedazione Generalmente non dolorose per l’animale, se ben eseguite

Principi generali:

● Comprendere che l’uso di un metodo appropriato minimizza lo stress per l’animale

● Conoscere le eventuali reazioni possibili dell’animale, ed essere pronti

● Proteggere l’animale da qualsiasi danno

● Proteggere l’operatore da qualsiasi danno

Contenimento

Come si maneggia un topo?

https://www.nc3rs.org.uk/mouse-handling-video-tutorial

Come si raccoglie un topo?

https://www.nc3rs.org.uk/how-to-pick-up-a-mouse

Contenimento

Gentile presa alla base

della coda.

Movimenti lenti

Stato d’animo tranquillo (il vostro, dico)

Contenimento

Gentile presa alla base

della coda.

Movimenti lenti

Stato d’animo tranquillo Per trasporto, appoggiare sul palmo.

(errore nella foto: presa troppo distale sulla coda!)

Contenimento

Alternative:

Tunnel di trasporto (attenzione ai salti!)

Meno stressante, ma meno sicuro

Contenimento

Per immobilizzare:

Far afferrare la grata della gabbia Lentamente andare a prendere la pelle della collottola

Richiede esperienza (si impara in 2-4 h)

Se non si fa innervosire il topo, reazioni aggressive sono molto rare.

Contenimento

Una volta afferrata la pelle della nuca, è possibile liberare la mano dominante, che teneva la coda, per eseguire operazioni.

Se ben contenuto, l’animale è rilassato e non reattivo.

E’ bene non mantenere la presa per più di 15-20 secondi,per evitare di causare stress all’animale.

E’ solo questione di pratica, e calma.

Contenimento

Contenimento

Contenimento errato L’animale si rivolta Diventa aggressivo

Rischio di lesioni per animale e operatore.

LASCIARE ANDARE

GENTILMENTE L’ANIMALE NELLA SUA GABBIA.

Contenimento

Restrainer

Contenimento

Restrainer

specifici (con anestesia)

Contenimento

Il ratto è più docile del topo

Si contiene a due mani, bloccando la testa per evitare morsi.

Le procedure possono richiedere due operatori

Contenimento

Presa per la nuca Più stressante

Necessaria per alcune procedure (gavage, ecc)

Possibilmente da evitare

Contenimento

Coniglio

Trasporto sicuro Attenzione ai calci (lesioni dorsali)

Contenimento

Coniglio

Trasporto sicuro Attenzione ai calci (lesioni dorsali)

Protocollo di contenimento

● Approciarsi all’animale

● Scegliere il metodo di manipolazione/contenimento appropriato alla situazione

● Effettuare il contenimento

● Osservare la risposta comportamentale dell’animale, ev. adattare il metodo

● Reward training : premiare dopo il contenimento

References

1. Hurst JL, West RS (2010). Taming anxiety in laboratory mice. Nature Methods 7: 825–826.

2. Prescott MJ, Bowell VA, Buchanan-Smith H (2005). Training laboratory-housed non-human primates, Part 2: Resources for developing and implementing training programmes. Animal Technology and Welfare 16:133–148.

3. Prescott MJ, Morton DB, Anderson D, et al. (2004). Refining dog husbandry and care: Eighth report of the BVA(AWF)/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Laboratory Animals 38 (S1): 1-94

4. Hubrecht R, Kirkwood J (Eds) (2010). UFAW Handbook on the Care and Management of Laboratory and other Research Animals, 8^th Edition, Wiley-Blackwell.

5. Gouveia K, Hurst JL (2013). Reducing mouse anxiety during handling. PLOS ONE 8(6): e66401.

6. Deacon RMJ (2006). Housing, husbandry and handling of rodents for behavioural experiments. Nature Protocols 1: 936–946.

Impatto biologico del contenimento

Lo stress generato dal contenimento e dalla manipolazione può avere effetti avversi su:

● benessere dell’animale

● variabilità dei risultati sperimentali (confounding effect)

○ comportamento

○ fisiologia

(vedi slide su Dolore, sofferenza e distress negli animali da laboratorio)

Impatto biologico del contenimento

Lo stress generato dal contenimento e dalla manipolazione può avere effetti avversi su:

● asse ipotalamo-ipofisi-surrene (corticosurrene)

● aumento del cortisolo

● variazioni nell’amigdala (fight or flight)

● inibizione ippocampale (depressione)

● alterazioni ormonali

○ CRF

○ ACTH

○ ADH

● disturbi comportamentali

○ aggressività, autolesionismo, overgrooming, cannibalismo

Perfezionamento del contenimento

● addestramento degli animali tramite rinforzo positivo

● adattamento degli animali alla presenza dell’operatore

● socializzazione continua

Animali rilassati Procedure più semplici Welfare

Contenimento

Vediamo come si fa:

Modelli sperimentale di oggi:

Mus IKEAe Rattus IKEAe

(Esempio di Replacement?)

Strategia:

1) presa alla base della coda con la mano dominante

2) anulare e mignolo dell’altra mano sul basso dorso

3) presa della collottola con indice e pollice:

prendere abbastanza pelle, o si gira 4) se il contenimento non sembra sicuro,

riporre l’animale e riprovare

Trattamenti

Trattamenti

● metodi di somministrazione

● metodi di prelievo

● modifiche del regime alimentare

● biopsie tissutali

● test comportamentali

● gabbie metaboliche

Tecniche di iniezione

scegliere la via più adatta, in base alla ricerca in atto fattori che influenzano la scelta:

● farmacologia della sostanza utilizzata

● specie ed età dell’animale

● effetto finale desiderato (locale o sistemico)

● minimizzazione dello stress dell’animale

● potenziali effetti collaterali

Tecniche di iniezione

Attenzione a questa slide.

Biodisponibilità:

IV < IM < SC < PO

si approssima a grandi linee con una

distribuzione di Poisson, ma la realtà può essere molto più

complessa.

Tecniche di iniezione

Locale vs sistemico (enterale / parenterale)

Parenterale: evita first-pass filtering effect a livello epatico, meno variabilità di assorbimento

Scelto anche per somiglianza al metodo di somministrazione su umano Relazioni con cronobiologia e ritmi circadiani

Tecniche di iniezione

Altri siti di iniezione:

● plesso retrorbitale

● foot pad (Freund’s Adjuvant)

● intrasplenico

● intra-linfonodale

● arteria femorale

● intracardiaca

● intracardiaca

● intraspinale

● intratimica

● intragastrica in neonati

● intranasale

● ...

Generalmente da evitare a meno che non ci siano motivi sperimentali che le rendano indispensabili.

Tecniche di iniezione

Preparazione del sito di iniezione:

● disinfezione della cute

○ etanolo

○ iodopovidone

● rasatura

○ non sempre necessaria

● contenimento adeguato

Preparazione dei composti

I composti devono essere:

● asettici (non causare infezioni) → filtraggio 0.20 micron

● apirogeni (non causare infiammazioni)

● idealmente isoosmotiche

● idealmente allo stesso pH del sangue

● a temperatura corporea

● senza particolati

● senza bolle d’aria

Preparazione dei composti: solventi

● NaCl 0.85 g/l (salina)

● Acqua (problemi osmotici, evitare IM, IV)

● PEG max 50%

● Tween-80 max 10%

● Metilcellulosa / carbossimetilcellulosa max 0.25%

● olio vegetale o minerale (mai IV)

● olio d’arachidi (per os, IM)

● alcoli, glicoli, acetone a concentrazioni molto basse

● PBS

● terreni di coltura

● emulsioni olio-acqua (con lecitina, mai IV)

Preparazione dei composti

Concentrazioni:

● ̴ 0.15M NaCl

● maggiore in caso di IV molto lenta (infusione) pH:

● 4.5 < pH < 8.0

● per os: 3.0

● per gli estremi, in IV: infusione lenta

Iniezione intraperitoneale (IP)

Potenziali complicazioni:

● iniezione per errore in uno degli organi addominali

● iniezione sottocutanea, retroperitoneale o intramuscolare

● peritonite chimica da sostanze irritanti

● adesioni fibrose nella cavità addominale

● perforazione di organi o emorragia interna

● problemi respiratori in caso di volumi eccessivi

● effetto irritante cumulativo da iniezioni multiple

● danno dell’ago

Iniezione intraperitoneale (IP)

Volumi massimi:

Topo, ratto: 5-10 ml/kg , max 20 ml/kg

Coniglio: 3-5 ml/kg, max 10 ml/kg

Siringa con ago da 27-30G.

Evitare bolle e calcolare volumi morti delle siringhe

Iniezione intraperitoneale (IP)

Evitare vescica Angolo:

30° sul piano coronale 0° sul piano sagittale Quadrante inferiore dell’addome

L’ago entra 8-10 mm max Alternare i lati di iniezione

Iniezione endovenosa (IV, EV)

Potenziali complicazioni:

● setticemia / batteriemia

● delivery extravascolare → danni locali a tessuti morbidi, infezione, dolore, necrosi

● occlusione vascolare, embolie, trombosi, in caso di particolati o sostanze a pH errato

● emolisi, coagulo, anafilassi

● edema polmonare e morte in caso di infusione troppo veloce DISINFEZIONE TOPICA (alcol, iodopovidone)

Iniezione endovenosa (IV, EV)

Volumi massimi:

Topo, ratto: 5 ml/kg bolo 25 ml/kg infusione lenta Coniglio: 1-5 ml/kg bolo 10 ml/kg infusione lenta Vasodilatazione

(termica, acqua a 45°C, o chimica, es. limonene) Restrainment adeguato

Siringa con ago da 27-30G.

Evitare bolle

Calcolare volumi morti delle siringhe

Iniezione endovenosa (IP)

Iniezione endovenosa (IP)

Emostasi!

Iniezione retrorbitale

Generalmente da evitare, solo in anestesia

Inoculo intranasale

Si usa una pipetta da laboratorio max 20 𝜇l

inoculo lento

richiede sedazione leggera

Iniezione intramuscolare (IM)

Potenziali complicazioni

● dolore

● danni muscolari

● necrosi

● irritazione o danni ai nervi adiacenti

● generalmente poco utilizzata nei roditori a causa dei volumi minimi utili

Iniezione intramuscolare (IM)

Volumi massimi:

topo: 0.05 ml/kg/sito ratto 0.1-0.2 ml/kg/sito coniglio: 0.25 ml/sito

max 2-4 siti

Iniezione intramuscolare (IM)

Volumi massimi:

topo: 0.05 ml/kg/sito ratto 0.1-0.2 ml/kg/sito coniglio: 0.25 ml/sito

max 2-4 siti

Iniezione intramuscolare (IM)

Iniezione intramuscolare (IM)

Iniezione cutanea

Potenziali complicazioni:

● necrosi

● irritazione

Scegliere siti dove la pelle è lassa e l’animale non riesca a procurarsi lesioni in caso di irritazioni (nuca, spalle)

Volumi massimi:

topo: 2-5 ml ratto: 5-10 ml

coniglio: 10 ml/kg

Iniezione cutanea

Potenziali complicazioni:

● necrosi

● irritazione

Scegliere siti dove la pelle è lassa e

l’animale non riesca a procurarsi lesioni in caso di irritazioni (nuca, spalle)

Volumi massimi:

topo: 2-5 ml ratto: 5-10 ml

coniglio: 10 ml/kg

Iniezione sottocutanea (SC)

Iniezione sottocutanea (SC)

Iniezione sottocutanea (SC)

Somministrazione orale

Valutare il consumo giornaliero medio di cibo o acqua:

● cibo: 10-15% del peso corporeo / giorno (2-3g circa)

● acqua:

Funziona se il farmaco è appetibile Non permette dosaggi molto precisi

Se il farmaco genera malessere, c’è rischio di aversione al cibo e relative conseguenze

Somministrazione orale

Somministrazione orale

Gavage orale

Somministrazione di sostanze nello stomaco

Richiede manualità per evitare di incannulare per errore la trachea Fondamentale un buon contenimento dell’animale

Potenziali complicazioni:

● irritazione gastrica

● morte per incannulazione della trachea Volumi massimi:

topo,ratto,coniglio: 10 (20 se a digiuno) ml/kg

Gavage orale

Gavage orale

Gavage orale

Gavage orale

Pompe osmotiche

Monouso, impianto sottocutaneo in anestesia

Volume:

0.1, 0.2, 1.0 ml Rate:

0.11 - 2.5 microlitri / ora Durata:

1-56 giorni

Raccolta di campioni

Raccolta di campioni

Valutare in sede di stesura di progetto la fattibilità della raccolta di campioni e l’impatto sullo stress e sul benessere

● sangue

● urina, feci

● DNA

● …

Quanto sangue ha un animale?

Esempio: Topo: 58-5 ml/kg

topo di 25g: Total Blood Volume (TBV) = 58.5 ml/kg x 0.025 kg = 1.46 ml.

Quanto?

Quando?

Come?

Prelievo ematico

Decision tree per protocolli di prelievo:

1) Abbiamo bisogno di più di un campione di sangue dallo stesso animale?

a) SI: Max <10% TBV (= 0.14 ml) per prelievo E <15% TBV ( = 0.21 ml) in 28 gg per prelievi ripetuti in breve tempo, max <1%TBV (10 ul) in 24h, e

considerare l’incannulazione

b) NO: Max <10%TBV(=0.14ml) oppure prelievo terminale sotto anestesia (senza limiti di volume)

Prelievo ematico

Decision tree per protocolli di prelievo:

2) Quanto sangue ci serve?

a) <0.20ml (con anestesia generale): vena safena, vena caudale, vena sublinguale, retro orbitale

b) <0.20ml (senza anestesia generale): vena safena, vena caudale, vena mandibolare, incannulazione (sotto anestesia), tail snip (mix sangue venoso/arterioso)

c) >0.20ml (con anestesia generale, terminale): puntura cardiaca, vasi addominali/toracici, retro orbitale, decapitazione (sangue contaminato)

Prelievo ematico

Esistono decision tree per tutte le specie da laboratorio:

www.nc3rs.org.uk/

Prelievo ematico: sampling ripetuto

Sadler, A. M. and Bailey, S. J., 2013. Validation of a refined technique for taking repeated blood samples from juvenile and adult mice. Laboratory Animals, 47 (4), pp. 316-319.

● non servono restrainer

● non serve anestesia

● nessuno spreco di sangue in volumi morti

● non serve scaldare la coda

● sampling ripetuto in modo poco invasivo

● metodo validato In cosa consiste?

● incisione su vena laterale caudale

● emostasi e prelievo con tubi capillari

Raccolta di feci e urine

Le feci (se non fresche) sono solitamente facili da raccogliere: nella gabbia ci sono sempre pellet fecali.

Spesso i roditori rispondono allo stress del contenimento urinando

Nel caso si debba raccogliere e valutare l’intera produzione in un arco di tempo, è necessario usare una gabbia metabolica.

Raccolta di feci e urine

Altissimo apporto di stress!

● isolamento

● mancanza di stimoli

● possibili lesioni agli arti

● pressione elevata

● battito cardiaco accelerato

● temperatura corporea alterata

● disturbi comportamentali Evitare quando possibile

Unico modo di valutare con precisione il consumo totale di cibo e acqua, e la produzione di feci e urine.

Biopsie

Raccolta di campioni di tessuto per vari scopi

● sequenziamento/profilazione genetica

● istologie per vari scopi

Prediligere sempre metodi non invasivi, se applicabili:

● oral scrub

● campioni ematici

● pellet fecali

o metodi meno invasivi

● biopsia dell’orecchio (ear punch)

Biopsie

Principali tipi di biopsie a scopo di genotipizzazione, in ordine di preferenza:

● ear punch: con una perforatrice si fa un foro di circa 1-2 mm diam sull’orecchio

● tail snip: si preleva l’ultimo millimetro della punta della coda (*)

● falangi distali: si preleva l’ultima falange di un dito (*)

(*) preferenzialmente in cuccioli molto piccoli (10gg), con ev. anestesia locale.

Biopsie

Biopsie

Ouch.

/ ?

/

Imaging

Tecniche di imaging

Permettono di acquisire informazioni grafiche dall’esterno dell’animale

● Raggi X (radiografie, TAC)

● Campi magnetici (NMR, F-NMR)

● Luce (NIRF, q-dots imaging)

● Suono (ecografia)

● Fotoacustica

● PET-SPECT

● Spettroscopia RAMAN (nanotubi di carbonio)

● Surface-enhanced RAMAN (nanoparticelle di metalli)

Radio e NIRF

Labeling e tracking di sostanze/cellule/anticorpi Mezzi di contrasto (bario) fluorescenza (CY5.5)

signature in risonanza (gadolinio) Esistonono tecniche

2D: foto

3D: scan tridimensionali 4D: time domain

Risonanza magnetica

nucleare (funzionale)

Imaging ottico in

fluorescenza vicina (NIRF)

Sonde:

● molecole

● anticorpi

● cellule

● …

Label:

● cianine

● q-dots

● smart probes

Imaging ottico in

fluorescenza vicina (NIRF)

Stato base + fotone assorbito = stato eccitato

Stato assorbito + tempo di emivita = fotone emesso

Band gap = differenza di lunghezze d’onda,

caratteristico della molecola

Ecografia

Bassa risoluzione

Non necessita di anestesia

Costi contenuti per lo strumento Richiede alta expertise

Fotoacustica

Nanobolle Eccitazione acustica = emissione di fotoni

PET-SPECT

Spesso combinata a CT

Marcatori radioattivi (Iodio-124, tecnezio-99, fluoro-18, rame-64) Oligopeptidi marcati (RGD)

Nanocarriers (liposomi) marcati

Valutazione della gravità delle

procedure

Categorie di gravità

1) Non risveglio: anestesia, terminali

2) Lievi: dolore, sofferenza o angoscia lievi di breve durata, o deterioramento significativo del benessere o delle condizioni generali

3) Moderate: dolore, sofferenza o angoscia moderati di breve durata, o lievi ma di lunga durata, o deterioramento significativo e moderato del benessere o delle condizioni generali

4) Gravi: dolore, sofferenza o angoscia intensi, o moderati di lunga durata, o deterioramento grave del benessere o delle condizioni generali.

Fattori discriminanti

Ci si basa sul possibile effetto più grave dell’intero protocollo sperimentale

● manipolazione, gestione

● natura del dolore

● intensità del dolore

● durata del dolore

● sofferenza cumulativa

● impedimento dei comportamenti naturali (limitazioni alle norme in materia di alloggiamento, allevamento e cura)

● fenotipi sofferenti

Fattori discriminanti

Deve tener conto di:

● specie, genotipo

● maturità, età e sesso

● livello di addestramento dell’animale

● eventuale riutilizzo

● metodi usati per ridurre o eliminare dolore, sofferenza e angoscia (3R)

● humane endpoints

Lieve

● somministrazioni di farmaci non dolorosi e anestesie

● farmacocinetica senza effetti avversi

● imaging non invasivo

● biopsie superficiali

● telemetrie

● tumori senza effetti clinici avversi

● diete che soddisfano i bisogni degli animali, innocue nel breve periodo

● confinamento < 2h, isolamento sociale

● ripetizione di tecniche non dolorose (pesature, cardiografie, digiuni, ecc.)

Moderata

● sostanze con effetti clinici moderati, campioni ematici >10%TBV

● effetti acuti e tossicità con endpoint non letali

● chirurgia in anestesia generale e analgesici adatti

● modelli tumorali dolorosi

● irradiazione / chemioterapia con eff. collaterali lievi e < 5 gg

● produzione di GM con fenotipi dolorosi

● produzione di GM con tecniche di chirurgia

● gabbie metaboliche <5 gg

● diete che non soddisfano i fabbisogni, digiuni > 48h

● induzione di fuga o aversione

Grave

● tossicità con endpoint letale

● dispositivi che, se guasti, causano dolore, angoscia o morte

● prove di potenza dei vaccini e malattie mortali indotte

● tumori letali progressivi con dolore o sofferenza (ossei, metastasi, ulcere)

● irradiazione / chemio in dose letale

● interventi chirurgici dolorosi, con postoperatori debiltianti

● trapianto di organi con potenziale rigetto

● gabbie metaboliche per lungo periodo

● isolamento per lungo periodo (scimmie, cani)

● nuoto forzato

Valutazione della gravità in un progetto di ricerca

Lo scopo non è minimizzarla, ma descriverla pienamente ed in modo corretto Il Ministero può richiedere una valutazione retrospettiva per i progetti

Gravità alta non implica minori probabilità di vedere un progetto approvato

Gravità erroneamente calcolata invece sì, ed è uno dei principali fattori di richieste di revisione da parte dell’Istituto Superiore di Sanità

Nel caso in cui durante l’esperimento si osservi una gravità maggiore di quella prevista, è necessario aggiornare il progetto

Non farlo è penalmente perseguibile

Test comportamentali

Valutazione etica e principio delle 3R

Non sottovalutate l’impatto sull’animale di un test comportamentale, sia a livello fisiologico che a livello di welfare. Nessun paradigma comportamentale è perfetto, sono sempre solo dei modelli.

● Massimizzate i benefici, in termini di dati prodotti, e somiglianza con l’umano, se del caso

● Minimizzate i danni, in termine di applicazione delle 3R

“Happy animals make good science” - T. Poole (1997) Lab Anim. 31:116-24: “In this paper the question is posed whether it is not only better for the animal to be happy, but whether its state of mind may also have the potential to influence the scientific results derived from it. “

Giustificativi per uno studio

● Validità

○ validità traslazionale (Sarà valido anche sull’uomo?)

○ validità predittiva (Il test è in grado di predire la risposta umana?)

○ validità del costrutto (Va bene assumere che i meccanismi siano gli stessi tra ogni specie?)

○ validità contestuale (Ci sono interazioni tra le risposte e il contesto?)

● Fattori di complicazione

○ esperimenti ripetuti

○ più di un sintomo negli umani → impossibilità di isolare i fattori nel comportamento

Scelta della procedura - domande generali

● Aiuterà gli umani? Devo eseguirla solo per pubblicare?

● Viene già eseguita da qualcuno? Può condividere i suoi risultati?

● I mezzi a disposizione sono adatti? (personale, stabulario, setup, ecc)

● Come è traslabile ad altre specie animali?

● Quali fattori esterni possono influenzarla?

Scelta della procedura - refinement

● E’ la procedura migliore, state-of-the-art?

● E’ la più informativa?

● Posso usare dei biomarcatori per avere più informazioni? Quali?

● Cosa posso migliorare nella procedura, che non infici le conclusioni?

Scelta della procedura - reduction

● E’ già stata eseguita da qualcuno, prima? O qualcosa di simile?

● Sto usando il miglior design fattoriale? Cosa ne pensa lo statistico?

● Uno studio pilota potrebbe aiutare?

● Si può fare power analysis per dimensionare bene il campione statistico?

● Adeguata randomizzazione

Scelta della procedura - model choice

● E il modello adatto? E’ ripetibile? Sto usando un buon controllo?

● inbred → riduzione , outbred → traslazionalità

● Ho scelto il ceppo / i ceppi adatti?

● Come variano questi ceppi nel tempo? Da dove vengono? cos’hanno fatto prima del mio studio?

● Le coorti sono adatte in termini di età, peso, ecc?

Scelta della procedura - l’ambiente

● “L’esperimento nasce quando l’animale è concepito, e il ricercatore fa parte dell’ambiente”.

● Effetti di early life experiences

● Densità di allevamento

● Arricchimento ambientale

● Microambiente e macroambiente

● Abitudine e sensitizzazione agli ambienti

● Ciclo circadiano invertito

Attenzione a conclusioni che derivino dall’antropomorfizzazione del modello!

Esempi di setup sperimentali

Elevated plus maze Open field

Esempi di setup sperimentali

Morris water maze. Nota: topi e ratti sono ottimi nuotatori, arrampicatori, e saltatori.

Esempi di setup sperimentali

Hole board

Test fisici non comportamentali

RotaRod Grip strength test

Strumenti utili

Mouse grimace scale Automazione:

tracking video

autoclassificazione comportamentale

Strumenti utili

Rigore e coerenza nell’esecuzione

delle procedure

Cosa sono rigore e coerenza?

Rigore: eseguire alla lettera quello che ci si è preposti di fare. Nessuna deviazione dal protocollo.

Coerenza: tutte le ripetizioni del protocollo devono essere identiche tra loro. E’

compito degli operatori accertarsi che non ci siano bias personali. Tutto deve essere annotato e registrato.

Procedure precise. Perché tutto ciò?

Cosa sono rigore e coerenza?

● Replicabilità dello studio

● Presa in considerazione di qualsiasi confounding variable possibile

● Minor numero di animali utilizzati

● Minor stress/distress per gli animali

● Maggior probabilità di ottenere dati significativi

● Replicabilità = comparabilità = valore della ricerca

● Meno fondi consumati

● Dati di qualità = minore varianza sperimentale

● Quarta “R” : responsabilità

Formazione

Il perfezionamento è un processo continuo, che durerà per tutta la vostra attività.

La responsabilità verso gli animali ci impone di cercare continuamente fonti

aggiornate, protocolli più efficienti, sicuri, statistiche migliori, manualità più allenate.

C’è sempre modo di migliorare un protocollo, ma non fatelo mai durante un esperimento, o rischiate di invalidarlo.

Chiedete! Ci saranno sempre persone disposte a spiegarvi come fare le cose.

Scrivete e registrate sempre tutto, osservazioni, pareri e note.

Dove trovo informazioni?

Libri di testo, per specie e generali:

Hans Hedrich “The Laboratory Mouse”

Mark Suckow et al. “The Laboratory Rat”

Mark Suckow et al. “The Laboratory Rabbit”

Margi Sirois “Laboratory Animal and Exotic Pet Medicine”

Dove trovo informazioni?

https://www.jove.com/

Dove trovo informazioni?

Chiedete al veterinario...

(possibilmente con un po’ di anticipo, che anche lui ha un suo orario di lavoro, povero) ...o ai tecnici esperti

...o a me.

→ [email protected]

Question time!