5.3.1 Tecnica di campionamento
La metodologia di campionamento applicata è riconducibile, nei suoi aspetti di base, alla tecnica “multihabitat proporzionale,” messa a punto negli Stati Uniti (Barbour et al., 1999). Tale procedura è stata adottata in Europa nell’ambito del progetto AQEM (Hering et al., 2004a ,b ,c).
Sulla base di alcune revisioni nell’ambito dei tavoli di lavoro nominati dal MATTM (Paragrafo 2.3), la procedura è stata semplificata ed ha portato alla stesura del protocollo di campionamento standard per i macroinvertebrati in Italia (Andreani et al., 2007, riportato nell’ Appendice 1 ).
La procedura di campionamento si articola in due fasi.
Una prima fase di consiste nell’analisi dei mesohabitat presenti e più in particolare nel riconoscimento delle sequenza riffle/pool.
Successivamente si effettua un’analisi della struttura in microhabitat di ognuna delle due aree precedentemente evidenziate e, una volta individuati i diversi microhabitat e stimate le loro percentuali di occorrenza, viene effettuato il campionamento utilizzando una rete surber con maglie di 500 µm secondo le norme standard (UNI EN 28265, 1995).. Per ogni sito sono state raccolte 20 repliche (singole unità di campionamento), distribuite in 10 repliche nell’area di riffle e 10 repliche nell’area di pool.
Riconoscimento della sequenza riffle/pool
La sequenza riffle/pool si riconosce nel fiume per essere costituita da due aree contigue che presentano caratteristiche di turbolenza, profondità, granulometria del substrato e carattere deposizionale/erosionale comparativamente diverse. L’area di pool presenta minor turbolenza e substrato a granulometria più fine rispetto all’area di riffle e, di norma, prevalente carattere deposizionale: nel complesso può essere considerata un’area lentica, senza con questo intendere un’area dove la velocità di corrente sia nulla. L’area di riffle si presenta invece come caratterizzata da un prevalente carattere erosionale, da una minor profondità e da una turbolenza più elevata rispetto alla pool: nel complesso si può considerare come un’area lotica (Buffagni & Erba, 2007 ).
La Figura 19 rappresenta un esempio di sequenza riffle/pool rilevata lungo un transetto trasversale posizionato in ciascuna delle due aree
Figura. 19 – Esempio di sequenza riffle/pool nel Fiume Trebbia (Appennino Settentrionale, da Buffagni & Erba, 2007)
Individuazione e stima delle percentuali di occorrenza dei microhabitat da campionare
Una volta distinte le aree di riffle e pool, si è proceduti al riconoscimento e quantificazione dei microhabitat presenti nel sito. I principali microhabitat rinvenibili in un fiume possono essere raggruppati in due categorie: microhabitat minerali (Tabella 22) e microhabitat biotici (Tabella. 23).A fini applicativi, ciascun microhabitat minerale è caratterizzato da un codice a tre caratteri, mentre i codici dei microhabitat biotici sono di due caratteri. Tali codici sono stati riportati sulle etichette dei campioni raccolti, unitamente al nome del sito, alla data e all’area del fiume in cui sono stati raccolti (es. riffle, pool, altro). I microhabitat minerali sono catalogati in base alle dimensioni del substrato, rilevate lungo l’asse intermedio. I substrati minerali più grossolani (MIC, MES, MAC, MGL) sono spesso caratterizzati dalla presenza di substrato a granulometria più fine che si deposita negli spazi interstiziali presenti tra le pietre più grosse. Il riconoscimento del microhabitat viene effettuato osservando la frazione più grossolana maggiormente presente nell’area scelta per il campionamento.
I microhabitat biotici vengono catalogati in base alla natura del substrato (categorie). Sono stati quindi campionati i microhabitat più rappresentativi del tratto fluviale selezionato in relazione alla loro presenza percentuale. Nel nostro caso, come detto, sono state effettuate 10 repliche nella zona di riffle e 10 nella zona di pool, rappresentative di tutti gli habitat presenti con una percentuale di occorrenza almeno pari ad una soglia minima definita (10 %) (Figura 20).
Ciascuna replica effettuata è stata mantenuta separata e sono state registrate, oltre al tipo di substrato (espresso dal tipo di microhabitat), una serie di informazioni accessorie quali: profondità, velocità di corrente, tipo di flusso, distanze dalla riva destra e sinistra, secondo la compilazione della scheda di campionamento riportata in appendice.
Tabella 22. Lista dei Microhabitat di tipo inorganico Microhabitat codice Descrizione
Limo/Argilla (< 6 µm) ARG Substrati limosi, anche con importante componente organica, e/o substrati argillosi composti da materiale di granulometria molto fine che rende le particelle che lo compongono adesive, compattando il
sedimento che arriva talvolta a formare una superficie solida Sabbia (6 µm – 2 mm) SAB Sabbia fine e grossolana
Ghiaia (0.2 – 2 cm) GHI Ghiaia e sabbia molto grossolana (con predominanza di ghiaia) Microlithal (2 – 6 cm) MIC Pietre piccole
Mesolithal (6 – 20 cm) MES Pietre di medie dimensioni
Macrolithal (20 – 40 cm) MAC Pietre grossolane della dimensione massima di un pallone da rugby Megalithal (> 40 cm) MGL Pietre di grosse dimensioni, massi, substrati rocciosi di cui viene
Tabella 23. Lista dei Microhabitat di tipo organico
Microhabitat codice Descrizione
Alghe AL Principalmente alghe filamentose; anche diatomee o altre
alghe in grado di formare spessi feltri perifitici
Macrofite sommerse SO Macrofite acquatiche sommerse. Sono da includere nella
categoria anche muschi, Characeae, etc.
Macrofite emergenti EM Macrofite emergenti radicate in alveo (e.g. Thypha, Carex, Phragmites)
Parti vive di piante terrestri TP Radici fluitanti di vegetazione riparia, non lignificate
Xylal XY Materiale legnoso grossolano (rami, radici), legno morto,
parti di corteccia
CPOM CP Deposito di materiale organico particellato grossolano (foglie,
rametti)
FPOM FP Deposito di materiale organico particellato fine
Film batterici BA Funghi e sapropel (Sphaerotilus, Leptomitus), solfo batteri
5.3.2 Separazione ed identificazione degli organismi
Gli animali, trasferiti in vaschette con acqua pulita, sono stati smistati, cioè separati dal substrato, direttamente sul campo utilizzando delle pinzette e sono stati fissati in alcol etilico all’80% .Ciascun campione è stato identificato con un’etichetta scritta a matita riportante le seguenti informazioni: nome del fiume, nome del sito, data di campionamento, area di campionamento (es.. pool o riffle), numero della replica (unità di campionamento).
L’attività di identificazione è stata effettuata utilizzando uno stereoscopio Leica S8AP0 a 20, 40, 63 e 80 ingrandimenti, e un microscopio ottico OLYMPUS CH a 100, 200 e 400 ingrandimenti. Gli organismi raccolti, sono stati riconosciuti al livello tassonomico di famiglia, genere o specie, con l’ausilio di apposite guide (Sansoni, 1988, Campaioli et al., 1994, Belfiore, 1983; Carchini, 1983; Rivosecchi, 1984; Consiglio, 1980; Moretti, 1983; Tachet et al. 1991).