• Non ci sono risultati.

Il melanoma è uno dei tumori più aggressivi e resistenti al trattamento

terapeutico, soprattutto per la propensione alla metastatizzazione, con un tasso di mortalità del 20%. Nello stadio iniziale la patologia può essere trattata efficacemente con la chirurgia, in quanto risulta altamente resistente alle convenzionali terapie.

5.1 INIBITORI BRAF

Lo studio del melanoma, incentrato sull’oncogene BRAF, ha portato allo sviluppo di farmaci che agiscono inibendo la crescita delle cellule mutate. Alcuni farmaci, biodisponibili per via orale, come vemurafenib e dadrafenib, sono riusciti a ridurre la progressione della patologia, agli stadi II e III , aumentando la prospettiva di vita dei pazienti, sostituendo il trattamento, risultato fallimentare, con i classici chemioterapici, andando ad agire sulle vie di segnalazione principali MAPK e PI3K-AKT-mTOR, con bersagli di diverse componenti di queste vie.

Vemurafenib, farmaco con azione selettiva sulla mutazione BRAFV600E, e inattivo su mutazioni wild-type, risultando quindi inefficace se somministrato come unico farmaco. La combinazione di vemurafenib con farmaci per il trattamento di disturbi metabolici, come la fenformina, farmaci biguanidici per il trattamento del diabete, inibitori di proteina chinasi attivata da AMP, causa un aumento dei rapporti AMP/ATP e inibizione di m-TOR dipendente da AMPK, inducendo l’apoptosi.

5.2 IMMUNO-TERAPIA

Terapia emergente nel trattamento del melanoma, l’immuno-terapia ha come bersaglio farmacologico gli inibitori del controllo del sistema immunitario. Infatti, nel melanoma risulta alterata la regolazione delle cellule T, attraverso l’interazione con i ligandi PD-L1 e PD-L2 del recettore PD-1 (proteina per morte programmata 1), che limita l’attività citosolica delle cellule T, e risulta molto espresso nelle cellule di melanoma. PD-1 risulta quindi essere un bersaglio farmacologico, in quanto se bloccato determina la riattivazione delle cellule T, rigenerando la loro attività antitumorale, rafforzata dalla presenza del

cellule natural killer, linfociti particolarmente importanti nel riconoscimento e distruzione di cellule tumorali e infettate da virus.

Nivolumab e pembrolizumab, anticorpi monoclonali IgG4, agiscono

impedendo il legame di PD-1 con i suoli ligandi nel microambiente tumorale, dove a causa della iperattivazione MAPK, si ha la sovraespressione dei ligandi deprimendo l’attività delle cellule T, promuovendo la progressione tumorale. Questa terapia risulta efficace anche nel caso di melanoma metastatico non associato a mutazioni BRAF, rendendo il percorso attivato da PD-1bersaglio farmacologico centrale.

5.3 INIBITORI mTOR

mTOR, serina-treonina chinasi, regola la crescita, la proliferazione e la motilità cellulare attraverso l’attivazione della via di segnalazione PI3K-AKT (vedere 2.3) centrale nel melanoma.

Temsirolismum, everolismum e AP-23573, agiscono inibendo mTOR, in modo da bloccare l’attivazione di AKT, chinasi serina-treonina-dipendente, che modula l’angiogenesi, la sintesi proteica e la proliferazione delle cellule tumorali.

5.4 DI-2-PIRIDILCHETONE-TIOSEMICARBAZONE

I tumori richiedono un maggior apporto della quantità di rame e ferro, per aumentare la velocità di crescita e proliferazione, rispetto alle cellule normali, rendendo tali ioni un bersaglio farmacologico.

Infatti, di-2-piridilchetone-tiosemicarbazone e derivati (serie DpT) agiscono, attraverso reazioni di ossido-riduzione, formando complessi di rame e ferro che generano specie reattive per l’ossigeno (ROS). I farmaci della serie DpT

riescono inoltre ad agire inibendo le diverse vie di segnalazione chiave nel melanoma, MAPK, PI3K e EMT.

La diminuzione della quantità di ferro è stata associata alla diminuzione della metastatizzazione, attraverso l’induzione dell’espressione della proteina soppressoria delle metastasi, NDRG1 (N-MYC Downstream Regulated 1) che regola negativamente N-MYC, proteina pro-metastasi.

diversi aspetti della progressione e metastatizzazione della patologia. 5.5 METFORMINA

La metformina è un farmaco per il trattamento del diabete di tipo 2 della

famiglia delle biguanidi, la cui azione porta alla riduzione della gluconeogenesi e l’aumento dell'utilizzo del glucosio a livello periferico.

Nel microambiente tumorale si ha l’iperacidificazione, dovuta alla

fosforilazione ossidativa (OXPHOS), all’idrolisi di ATP e all’acidosi lattica, che promuove il processo EMT. L’acidosi lattica è causata dall'accumulo di acido lattico, infatti le cellule producono lattato utilizzando glucosio, per produrre energia in assenza di ossigeno, che risulta insufficiente. L’acidosi nell’ambiente tumorale risulta essere una delle caratteristiche del melanoma associato alla ridotta prognosi del paziente, in quanto causa resistenza ai farmaci chemioterapici, che spesso sono basi deboli e per questo risultano inattivati da un ambiente acido, e soppressione delle cellule natural killer e linfociti, importanti nella attività di distruzione delle cellule tumorali. La categoria delle biguanidi, come la metformina, possiede attività

antitumorale attraverso l’inibizione della catena respiratoria mitocondriale e il rispristino delle concentrazioni di N-caderina e E-caderina nelle cellule acide del melanoma, inibendo EMT. Inoltre la metformina ripristina e stimola l’attivazione di AMPK (A proteina chinasi MP-attivata), nelle cellule acide BRAF mutate, e promuove l’espressione di GLUT1 e 3, trasportatori del glucosio, LDHA (lattato deidrogenasi A) e PKM2 (piruvato chinasi M2) mentre inibisce la PGC-1α, principale regolatore della biogenesi

mitocondriale.

Nella terapia del melanoma vengono associati farmaci inibitori della mutazione BRAF (vedere 5.1) e metformina, e altre biguanidi, che inibendo AMPK, aumenta i rapporti AMP/ATP e inibisce m-TOR dipendente da AMPK, inducendo l’apoptosi.

5.6 RADIOTERAPIA

Il melanoma risulta insensibile alle radiazioni ionizzanti, principale causa della morte cellulare nella radioterapia, ma vengono somministrate per ridurre il

chirurgica.

Attraverso la somministrazione di radiazioni ionizzanti, è stato riscontrata una variazione di contenuto di metaboliti nelle cellule B16 (linea cellulare di melanoma), soprattutto la quantità di glicina. La glicina reagisce con 5,10- metilentetraidrofolato, attraverso la glicina idrossimetiltransferasi, generando serina e acido tetraidrofolico, importante coenzima nel processo di sintesi del DNA, suggerendo che la tolleranza alle radiazioni ionizzanti delle cellule B16 derivi da un aumento della riparazione dei danni al DNA.

CONCLUSIONI

Il melanoma metastatico è una rete complessa di mutazioni e vie di

segnalazione, correlate tra loro, scatenate da diversi fattori ambientali e spesso associate all’esposizione alle radiazioni UV del sole.

I diversi driver nel processo della genesi del melanoma risultano ancora oggetto di studio, a causa delle molte interazioni inter e intracellulari delle cellule tumorali, che portano le cellule tumorali ad un rapido adattamento alle modifiche metaboliche.

Risulta quindi complessa la comprensione della patologia portando ad una scarsa prognosi del paziente, un alto tasso di mortalità associato a 2 anni di sopravvivenza, causata soprattutto dall’alta capacità di metastatizzazione

BIBLIOGRAFIA

1. Martini/Timmons/Tallitsch, Anatomia Umana

2. Potenza, Maria Concetta; Editors: Micali, G., Fabbrocini, G.,

Monfrecola, G., Tosti, A., Veraldi. Le basi della dermatologia (2008) 1.38:712-715.

3. Clemente C., J. Cochran, D. Elder et al.: Istopathologic diagnosis of dysplastic nevi: Concordance among pathologists convened by the WHO melanoma programme. Hum Pathol. 22:313-319. 1991. 4. Gandini S, Sera F, Cattaruzza MS, Pasquini P, Abeni D, Boyle P,

Melchi CF. Meta-analysis of risk factors for cutaneous melanoma: I. Common and atypical naevi. Eur J Cancer 2005 Jan; 41(1):28-44. 5. Urso C. Lesioni melanocitiche: ambiguità istologica e decisione

diagnostica. G. Ital Dermatol Venereol 2004;139(Suppl 1):14-6. 6. Urso C. Diagnosi istopatologica del melanoma. In: Borgognoni L,

Martini L, Giannotti V, (a cura di). Il melanoma cutaneo. Attualità e prospettive. Firenze: Giorgi & Gambi 1999, pp. 11-14.

7. S. Mouret, C. Philippe, J. Gracia-Chantegrel, A. Banyasz, S. Karpati, D. Markovitsi, T. Douki, UVA-induced cyclobutane pyrimidine dimers in DNA: a direct photochemical mechanism? Org. Biomol. Chem. 8 (2010) 1706–1711.

8. C. Bertolotto, Melanoma: from melanocyte to genetic alterations and clinical options, Scientifica (Cairo) 2013 (2013) 635203.

9. Abildgaard C, Guldberg P. Molecular drivers of cellular metabolic reprogramming in melanoma. Trends Mol Med 2015; 21: 164–171. 10. J. Liu, M. Fukunaga-Kalabis, L. Li, M. Herlyn, Developmental

pathways activated in melanocytes and melanoma, Arch. Biochem. Biophys. 563 (2014) 13–21.

11. M. Cichorek, M. Wachulska, A. Stasiewicz, A. Tyminska, Skin

melanocytes: biology and development, Postepy Dermatol. Alergol. 30 (2013) 30–41.

13. Shtivelman, E. et al.(2014) Pathways and therapeutic targets in melanoma.Oncotarget 5, 1701–1752

14. Jasmina Paluncic, Zaklina Kovacevic, Patric J. Jansson, Danuta Kalinowski, Angelika M. Merlot, Michael L.-H. Huang, Hiu Chuen Lok, Sumit Sahni, Darius J.R. Lane, Des R. Richardson, Roads to melanoma: Key pathways and emerging players in melanoma

progression and oncogenic signaling, Biochimica et Biophysica Acta 1863 (2016) 770–784

15. D. Polsky, C. Cordon-Cardo, Oncogenes in melanoma, Oncogene 22 (2003) 3087–3091.

16. S.J. Vidwans, K.T. Flaherty, D.E. Fisher, J.M. Tenenbaum, M.D. Travers, J. Shrager, A melanoma molecular disease model, PLoS One 6 (2011), e18257.

17. K.V. Kulikova, A.V. Posviatenko, N.V. Gnuchev, G.P. Georgiev, A.V. Kibardin, S.S. Larin, [Nuclear beta-catenin localization is not sufficient for canonicalWnt signaling activation in human meianoma cell lines], Mol. Biol. (Mosk) 45 (2011) 884–891.

18. A.S. Dhillon, S. Hagan, O. Rath,W. Kolch, MAP kinase signalling pathways in cancer, Oncogene 26 (2007) 3279–3290.

19. L.A. Fecher, S.D. Cummings, M.J. Keefe, R.M. Alani, Toward a molecular classification of melanoma, J. Clin. Oncol. 25 (2007) 1606– 1620.

20. J. Zuber, O.I. Tchernitsa, B. Hinzmann, A.C. Schmitz, M. Grips, M. Hellriegel, C. Sers, A. Rosenthal, R. Schafer, A genome-wide survey of RAS transformation targets, Nat. Genet. 24 (2000) 144–152.

21. M. Burotto, V.L. Chiou, J.M. Lee, E.C. Kohn, The MAPK pathway across different malignancies: a new perspective, Cancer 120 (2014) 3446–3456.

22. J. Bartek, J. Lukas, DNA repair: cyclin D1 multitasks, Nature 474 (2011) 171–172.

Dicks, R. Ewing, Y. Floyd, K. Gray, S. Hall, R. Hawes, J. Hughes, V. Kosmidou, A. Menzies, C. Mould, A. Parker, C. Stevens, S. Watt, S. Hooper, R. Wilson, H. Jayatilake, B.A. Gusterson, C. Cooper, J. Shipley, D. Hargrave, K. Pritchard- Jones, N. Maitland, G. Chenevix- Trench, G.J. Riggins, D.D. Bigner, G. Palmieri, A. Cossu, A. Flanagan, A. Nicholson, J.W. Ho, S.Y. Leung, S.T. Yuen, B.L. Weber, H.F. Seigler, T.L. Darrow, H. Paterson, R. Marais, C.J. Marshall, R. Wooster, M.R. Stratton, P.A. Futreal, Mutations of the BRAF gene in human cancer, Nature 417 (2002) 949–954.

24. E. Faghfuri, M.A. Faramarzi, S. Nikfar, M. Abdollahi, Nivolumab and pembrolizumab as immune-modulating monoclonal antibodies

targeting the PD-1 receptor to treat melanoma, Expert. Rev. Anticancer. Ther. 15 (2015) 981–993.

25. Y. Komiya, R. Habas, Wnt signal transduction pathways, Organogenesis 4 (2008) 68–75.

26. K.V. Kulikova, Wnt signaling pathway and its significance for melanoma development, CTM 616 (2012) 107–111.

27. D.L. Rimm, K. Caca, G. Hu, F.B. Harrison, E.R. Fearon, Frequent nuclear/cytoplasmic localization of β-catenin without exon 3 mutations in malignant melanoma, Am. J. Pathol. 154 (1999) 325–329.

28. Z.F. Zimmerman, R.M. Kulikauskas, K. Bomsztyk, R.T. Moon, A.J. Chien, Activation of Wnt/β-catenin signaling increases apoptosis in melanoma cells treated with trail, PLoS One 8 (2013), e69593 29. A.J. Chien, E.C. Moore, A.S. Lonsdorf, R.M. Kulikauskas, B.G.

Rothberg, A.J. Berger, M.B. Major, S.T. Hwang, D.L. Rimm, R.T. Moon, Activated Wnt/β-catenin signaling in melanoma is associated with decreased proliferation in patient tumors and a murine melanoma model, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (2009) 1193–1198.

30. C. Levy, M. Khaled, D.E. Fisher,MITF: master regulator of melanocyte development and melanoma oncogene, Trends Mol. Med. 12 (2006) 406–414.

Tong, K. Ostanin, A. Rogers, K.F. Grossmann, S.R. Tripp, K.R. Thomas, C. D'Souza-Schorey, S.J. Odelberg, D.Y. Li, The small GTPase ARF6 stimulates β-catenin transcriptional activity during WNT5A-mediated melanoma invasion and metastasis, Sci. Signal. 6 (2013) ra14.

32. A.T. Weeraratna, Y. Jiang, G. Hostetter, K. Rosenblatt, P. Duray,M. Bittner, J.M. Trent, Wnt5a signaling directly affects cellmotility and invasion of metastaticmelanoma, Cancer Cell 1 (2002) 279–288. 33. S.K. Dissanayake, M. Wade, C.E. Johnson, M.P. O'Connell, P.D.

Leotlela, A.D. French, K.V. Shah, K.J. Hewitt, D.T. Rosenthal, F.E. Indig, Y. Jiang, B.J. Nickoloff, D.D. Taub, J.M. Trent, R.T. Moon, M. Bittner, A.T. Weeraratna, The Wnt5A/protein kinase C pathway mediates motility in melanoma cells via the inhibition of metastasis suppressors and initiation of an epithelial to mesenchymal transition, J. Biol. Chem. 282 (2007) 17259–17271.

34. M.A. Davies, The role of the PI3K-AKT pathway in melanoma, Cancer J. 18 (2012) 142–147.

35. J. Liu, B. Lin, Y. Hao, Y. Qi, L. Zhu, F. Li, D. Liu, J. Cong, S. Zhang, M. Iwamori, Lewis y antigen promotes the proliferation of ovarian carcinoma-derived RMG-I cells through the PI3K/Akt signaling pathway, J. Exp. Clin. Cancer Res. 28 (2009) 154.

36. S.J. Assinder, Q. Dong, Z. Kovacevic, D.R. Richardson, The TGF-β, PI3K/Akt and PTEN pathways: established and proposed biochemical integration in prostate cancer, Biochem. J. 417 (2009) 411–421. 37. P.M. Campbell, C.J. Der, Oncogenic Ras and its role in tumor cell

invasion and metastasis, Semin. Cancer Biol. 14 (2004) 105–114. 38. S. Lamouille, J. Xu, R. Derynck, Molecular mechanisms of epithelial-

mesenchymal transition, Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 15 (2014) 178–196. 39. J.M. Halbleib, W.J. Nelson, Cadherins in development: cell adhesion,

sorting, and tissue morphogenesis, Genes Dev. 20 (2006) 3199–3214. 40. I. Poser, D. Dominguez, A.G. de Herreros, A. Varnai, R. Buettner, A.K.

up-regulation of the transcriptional repressor Snail, J. Biol. Chem. 276 (2001) 24661–24666.

41. M. Zeisberg, E.G. Neilson, Biomarkers for epithelial-mesenchymal transitions, J. Clin. Invest. 119 (2009) 1429–1437.

42. V. Noe, B. Fingleton, K. Jacobs, H.C. Crawford, S. Vermeulen, W. Steelant, E. Bruyneel, L.M. Matrisian, M. Mareel, Release of an invasion promoter E-cadherin fragment by matrilysin and stromelysin- 1, J. Cell Sci. 114 (2001) 111–118.

43. C.J. Sherr, F. McCormick, The RB and p53 pathways in cancer, Cancer Cell 2 (2002) 103–112.

44. S.L. Harris, A.J. Levine, The p53 pathway: positive and negative feedback loops, Oncogene 24 (2005) 2899–2908.

45. B. Vogelstein, D. Lane, A.J. Levine, Surfing the p53 network, Nature 408 (2000) 307–310.

46. S. Jin, A.J. Levine, The p53 functional circuit, J. Cell Sci. 114 (2001) 4139–4140.

47. A.J. Levine, 11th Ernst Klenk Lecture. The p53 tumor suppressor gene and product, Biol. Chem. 374 (1993) 227–235.

48. M. Lu, H. Breyssens, V. Salter, S. Zhong, Y. Hu, C. Baer, I. Ratnayaka, A. Sullivan, N.R. Brown, J. Endicott, S. Knapp, B.M. Kessler,M.R. Middleton, C. Siebold, E.Y. Jones, E.V. Sviderskaya, J. Cebon, T. John, O.L. Caballero, C.R. Goding, X. Lu, Restoring p53 function in human melanoma cells by inhibiting MDM2 and cyclin B1/CDK1- phosphorylated nuclear iASPP, Cancer Cell 23 (2013) 618–633. 49. J.S. Castresana, M.P. Rubio, J.J. Vazquez, M. Idoate, A.J. Sober, B.R.

Seizinger, R.L. Barnhill, Lack of allelic deletion and point mutation as mechanisms of p53 activation in human malignant melanoma, Int. J. Cancer 55 (1993) 562–565.

50. J.M. Grichnik, Kit and melanocyte migration, J. Investig. Dermatol. 126 (2006) 945–947

4346

52. Michaloglou, C. et al. (2005) BRAFE600-associated senescence-like cell cycle arrest of human naevi. Nature 436, 720–724

53. Mooi, W.J. and Peeper, D.S. (2006) Oncogene-induced cell senescence – halting on the road to cancer. N. Engl. J. Med. 355, 1037-1046 54. Lee, A.C.et al.(1999) Ras proteins induce senescence by altering the

intracellular levels of reactive oxygen species. J. Biol. Chem. 274, 7936–7940

55. Serrano, M.et al. (1997) Oncogenic ras provokes premature cell senescence associated with accumulation of p53 and p16INK4a.Cell 88, 593–602

56. Meyle, K.D. and Guldberg, P.(2009) Genetic risk factors for melanoma. Hum. Genet. 126, 499–510

57. Bartkova, J. et al. (1996) The p16–cyclin D/Cdk4-pRb pathway as a functional unit frequently altered in melanoma pathogenesis. Cancer Res. 56, 5475–5483

58. Christensen, C. et al. (2014) A short acidic motif in ARF guards against mitochondrial dysfunction and melanoma susceptibility. Nat. Commun. 5, 5348.

59. E. Hodis, I.R.Watson, G.V. Kryukov, S.T. Arold,M. Imielinski, J.P. Theurillat, E. Nickerson, D. Auclair, L. Li, C. Place, D. Dicara, A.H. Ramos, M.S. Lawrence, K. Cibulskis, A. Sivachenko, D. Voet, G. Saksena, N. Stransky, R.C. Onofrio,W.Winckler, K. Ardlie, N. Wagle, J. Wargo, K. Chong, D.L. Morton, K. Stemke-Hale, G. Chen, M. Noble, M. Meyerson, J.E. Ladbury, M.A. Davies, J.E. Gershenwald, S.N. Wagner, D.S. Hoon, D. Schadendorf, E.S. Lander, S.B. Gabriel, G. Getz, L.A. Garraway, L. Chin, A landscape of driver mutations in melanoma, Cell 150 (2012) 251–263

60. E. Shtivelman, M.Q. Davies, P. Hwu, J. Yang, M. Lotem, M. Oren, K.T. Flaherty, D.E. Fisher, Pathways and therapeutic targets in melanoma, Oncotarget 5 (2014) 1701–1752.

Kuilman, C.M. van der Horst, D.M. Majoor, J.W. Shay, W.J. Mooi, D.S. Peeper, BRAFE600-associated senescence-like cell cycle arrest of human naevi, Nature 436 (2005) 720–724.

62. E. Sharpless, L. Chin, The INK4a/ARF locus and melanoma, Oncogene 22 (2003) 3092–3098.

63. N.E. Sharpless, K. Kannan, J. Xu, M.W. Bosenberg, L. Chin, Both products of the mouse Ink4a/Arf locus suppress melanoma formation in vivo, Oncogene 22 (2003) 5055–5059.

64. J. Bartkova, J. Lukas, P. Guldberg, J. Alsner, A.F. Kirkin, J. Zeuthen, J. Bartek, The p16- cyclin D/Cdk4-pRb pathway as a functional unit frequently altered in melanoma pathogenesis, Cancer Res. 56 (1996) 5475–5483.

65. L.A. Garraway, H.R. Widlund, M.A. Rubin, G. Getz, A.J. Berger, S. Ramaswamy, R. Beroukhim, D.A. Milner, S.R. Granter, J. Du, C. Lee, S.N. Wagner, C. Li, T.R. Golub, D.L. Rimm, M.L. Meyerson, D.E. Fisher, W.R. Sellers, Integrative genomic analyses identify MITF as a lineage survival oncogene amplified in malignant melanoma, Nature 436 (2005) 117–122.

66. C. Dahl, C. Christensen, G. Jonsson, A. Lorentzen, M.L. Skjodt, A. Borg, G. Pawelec, P. Guldberg, Mutual exclusivity analysis of genetic and epigenetic drivers in melanoma identifies a link between p14 ARF and RARbeta signaling, Mol. Cancer Res. 11 (2013) 1166–1178. 67. N. Soufir, M.F. Avril, A. Chompret, F. Demenais, J. Bombled, A.

Spatz, D. Stoppa- Lyonnet, J. Benard, B. Bressac-de Paillerets, Prevalence of p16 and CDK4 germline mutations in 48 melanoma- prone families in France. The French Familial Melanoma Study Group, Hum. Mol. Genet. 7 (1998) 209–216.

68. Bodo C Melnik, MiR 21: an environmental driver of malignant melanoma? Melnik. J Transl Med (2015) 13:202

69. Erdei E, Torres SM (2010) A new understanding in the epidemiology of melanoma. Expert Rev Anticancer Ther 10:1811–1823

70. Jiang AJ, Rambhatla PV, Eide MJ (2014) A systematic review of socioeconomic and lifestyle factors and melanoma. Br J Dermatol 172:885–915

71. Candido S, Rapisarda V, Marconi A, Malaponte G, Bevelacqua V, Gangemi P et al (2014) Analysis of the B-RafV600E mutation in cutaneous melanoma patients with occupational sun exposure. Oncol Rep 31:1079–1082

72. Sand M, Skrygan M, Sand D, Georgas D, Gambichler T, Hahn SA et al (2013) Comparative microarray analysis of microRNA expression profiles in primary cutaneous malignant melanoma, cutaneous malignant melanoma metastases, and benign melanocytic nevi. Cell Tissue Res 351:85–98

73. Tembe V, Schramm SJ, Stark MS, Patrick E, Jayaswal V, Tang YH et al (2015) MicroRNA and mRNA expression profiling in metastatic melanoma reveal associations with BRAF mutation and patient prognosis. Pigment Cell Melanoma Res 28:254–266

74. Bastian BC (2014) The molecular pathology of melanoma: an

integrated taxonomy of melanocytic neoplasia. Annu Rev Pathol Mech Dis. 9:239–271

75. Syed D, Khan MI, Shabbir M, Mukhtar H (2013) MicroRNAs in skin response to UV radiation. Curr Drug Targets 14:1128–1134

76. Asangani IA, Rasheed SA, Nikolova DA, Leupold JH, Colburn NH, Post S et al (2008) MicroRNA-21 (miR-21) post-transcriptionally downregulates tumor suppressor Pdcd4 and stimulates invasion, intravasation and metastasis in colorectal cancer. Oncogene 27:2128– 2136

77. Liu LZ, Li C, Chen Q, Jing Y, Carpenter R, Jiang Y et al (2011) MiR- 21 induced angiogenesis through AKT and ERK activation and HIF-1α expression. PLoS One 6:e19139

78. Soengas MS, Capodieci P, Polsky D, Mora J, Esteller M, Opitz-Araya X et al (2001) Inactivation of the apoptosis effector Apaf-1 in

79. Xiong B, Cheng Y, Ma L, Zhang C (2013) MiR-21 regulates biological behavior through the PTEN/PI-3K/Akt signaling pathway in human colorectal cancer cells. Int J Oncol 42:219–228

80. Xu M, Mo YY (2012) The Akt-associated microRNAs. Cell Mol Life Sci 69:3601–3612

81. Wang K, Li PF (2010) Foxo3a regulates apoptosis by negatively targeting miR-21. J Biol Chem 285:16958–16966

82. Dennis MD, Jefferson LS, Kimball SR (2012) Role of p70S6K1- mediated phosphorylation of eIF4B and PDCD4 proteins in the regulation of protein synthesis. J Biol Chem 287:42890–42899 83. Vikhreva PN, Korobko IV (2014) Expression of Pdcd4 tumor

suppressor in human melanoma cells. Anticancer Res 34:2315–2318 84. Yang CH, Yue J, Pfeffer SR, Fan M, Paulus E, Hosni-Ahmed A et al

(2014) MicroRNA-21 promotes glioblastoma tumorigenesis by down- regulating insulin-like growth factor-binding protein-3 (IGFBP3). J Biol Chem 289:25079–25087

85. Hussein MR, Wood GS (2003) hMLH1 and hMSH2 gene mutations are present in radial growth-phase cutaneous malignant melanoma cell lines and can be induced further by ultraviolet-B irradiation. Exp Dermatol 12:872–875

86. BI Ratnikov, DA Scott, AL Osterman, JW Smith and ZA Ronai, Metabolic rewiring in melanoma, Oncogene (2016), 1–11

87. Boroughs LK, DeBerardinis RJ. Metabolic pathways promoting cancer cell survival and growth. Nat Cell Biol 2015; 17: 351–359.

88. Kroemer G, Pouyssegur J. Tumor cell metabolism: cancer's Achilles' heel. Cancer Cell 2008; 13: 472–482.

89. Ward PS, Thompson CB. Metabolic reprogramming: a cancer hallmark even warburg did not anticipate. Cancer Cell 2012; 21: 297–308.

90. Yuneva MO, Fan TW, Allen TD, Higashi RM, Ferraris DV, Tsukamoto T et al. The metabolic profile of tumors depends on both the

91. Denko NC. Hypoxia, HIF1 and glucose metabolism in the solid tumour. Nat Rev Cancer 2008; 8: 705–713

92. Warburg O. On respiratory impairment in cancer cells. Science 1956; 124: 269–270.

93. Kraehn GM, Utikal J, Udart M, Greulich KM, Bezold G, Kaskel P et al. Extra c-myc oncogene copies in high risk cutaneous malignant

melanoma and melanoma metastases. Br J Cancer 2001; 84: 72–79 94. Olenchock BA, Vander Heiden MG. Pyruvate as a pivot point for

oncogeneinduced senescence. Cell 2013; 153: 1429–1430

95. Haq R, Shoag J, Andreu-Perez P, Yokoyama S, Edelman H, Rowe GC et al. Oncogenic BRAF regulates oxidative metabolism via PGC1alpha and MITF.Cancer Cell 2013; 23: 302–315.

96. Deberardinis RJ, Sayed N, Ditsworth D, Thompson CB. Brick by brick: metabolism and tumor cell growth. Curr Opin Genet Dev 2008; 18: 54– 61.

97. Scott DA, Richardson AD, Filipp FV, Knutzen CA, Chiang GG, Ronai ZA et al. Comparative metabolic flux profiling of melanoma cell lines: beyond theWarburg effect. J Biol Chem 2011; 286: 42626–42634. 98. Majmundar AJ, Wong WJ, Simon MC. Hypoxia-inducible factors and

the response to hypoxic stress. Mol Cell 2010; 40: 294–309.

99. Kim JW, Tchernyshyov I, Semenza GL, Dang CV. HIF-1-mediated expression of pyruvate dehydrogenase kinase: a metabolic switch required for cellular adaptation to hypoxia. Cell Metab 2006; 3: 177– 185.

100. Sheta EA, Trout H, Gildea JJ, Harding MA, Theodorescu D. Cell density mediated pericellular hypoxia leads to induction of HIF- 1alpha via nitric oxide and Ras/MAP kinase mediated signaling pathways. Oncogene 2001; 20: 7624–7634.

101. Kuphal S, Winklmeier A, Warnecke C, Bosserhoff AK.

Constitutive HIF-1 activity in malignant melanoma. Eur J Cancer 2010; 46: 1159–1169.

al. Glucose transporter isoform 1 expression enhances metastasis of malignant melanoma cells. Oncotarget 2015; 6: 32748–32760.

103. Ho J, de Moura MB, Lin Y, Vincent G, Thorne S, Duncan LM et al. Importance of glycolysis and oxidative phosphorylation in advanced melanoma. Mol Cancer 2012; 11: 76.

104. Filipp FV, Ratnikov B, De Ingeniis J, Smith JW, Osterman AL, Scott DA. Glutaminefueled mitochondrial metabolism is decoupled from glycolysis in melanoma. Pigment Cell Melanoma Res 2012; 25: 732–739.

105. Metallo CM, Gameiro PA, Bell EL, Mattaini KR, Yang J, Hiller K et al. Reductive glutamine metabolism by IDH1 mediates lipogenesis under hypoxia. Nature 2012; 481: 380–384.

106. Xu W, Yang H, Liu Y, Yang Y, Wang P, Kim SH et al.

Oncometabolite 2-hydroxyglutarate is a competitive inhibitor of alpha- ketoglutarate-dependent dioxygenases. Cancer Cell 2011; 19: 17–30. 107. Zhao S, Lin Y, Xu W, Jiang W, Zha Z, Wang P et al. Glioma- derived mutations in IDH1 dominantly inhibit IDH1 catalytic activity and induce HIF-1alpha. Science 2009; 324: 261–265.

108. Chowdhury R, Yeoh KK, Tian YM, Hillringhaus L, Bagg EA, Rose NR et al. The oncometabolite 2-hydroxyglutarate inhibits histone lysine demethylases. EMBO Rep 2011; 12: 463–469.

109. Lian CG, Xu Y, Ceol C, Wu F, Larson A, Dresser K et al. Loss of 5-hydroxymethylcytosine is an epigenetic hallmark of melanoma. Cell 2012; 150:1135–1146.

110. Amelio I, Cutruzzola F, Antonov A, Agostini M, Melino G. Serine and glycine metabolism in cancer. Trends Biochem Sci 2014; 39: 191–198.

111. Labuschagne CF, van den Broek NJ, Mackay GM, Vousden KH, Maddocks OD. Serine, but not glycine, supports one-carbon metabolism and proliferation of cancer cells. Cell Rep 2014; 7: 1248– 1258.

metabolism in full circle. Nat Rev Cancer 2013; 13: 572–583.

Documenti correlati