Il PNI è il peso netto iniziale, ovvero il peso del campione inizialmente registrato per la determinazione delle ADF.
Proteina grezza
1) Mineralizzazione del campione: Materiali:
vetreria da laboratorio; Stufa ventilata (105°C); Digestore;
Tubi per mineralizzazione;
Reagenti: H2SO4 al 96% e H2O2 al 30% e pastiglie al selenio (1,5 gr K2SO4 e 7,5 mg selenio);
Pesare 200 mg di materiale vegetale preventivamente macinato ed essiccato in stufa ventilata a 65°C e trasferirlo in tubi da 100 per la mineralizzazione. Successivamente, sotto cappa, si aggiunge 3 ml di H2SO4 e 1,5 ml di H202 e una pastiglia al selenio. Prendere i tubi e trasferirli nel digestore e iniziare la mineralizzazione a 370°C per 30 minuti.
Ripetere la mineralizzazione (aggiungendo perossido di idrogeno) fino a quando il liquido ottenuto dalla mineralizzazione non è incolore (mineralizzazione completa), solo così si può procedere alla distillazione.
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2) Distillazione Materiali:
Soluzione acido borico; Distillatore;
Tubi per mineralizzazione; Titolatore;
Beuta;
Preparazione soluzione acido borico
In un pallone da 10 litri mettere 6 litri di acqua deionizzata e bollire per 30 minuti. Successivamente aggiungere 400 gr di acido borico e agitare con una bacchetta di vetro fino al completo scioglimento dell’acido; aggiungere 3 litri di acqua deionizzata e raffreddare il tutto per una notte. Il giorno seguente preparare 100 ml di soluzione alcolica di verde bromocresolo 0,1% e 70 ml di soluzione alcolica di rossa di metile 0,1%. Mettere tutto nel pallone con l’acido borico e portare a volume (10 litri). Qualora la distillazione del bianco (25 ml di soluzione borica) non ne determini il viraggio al colore grigio neutralizzare con idrato di sodio 0,1 N. Preparato il tutto si può procedere con la distillazione:
I tubi di ciascun campione, mineralizzati, vengono messi, uno alla volta, nel distillatore e parallelamente, per ogni campione da distillare, viene messa anche una beuta per raccogliere il distillato e l’acido borico; avviare il distillatore. Ogni campione necessita di una distillazione della durata di 3 minuti e 36 secondi. Al termine della distillazione di ogni campione si procede all’ultima fase: la titolazione.
59
3) Titolazione dell’azoto minerale:
Prelevare la beuta con il distillato dal distillatore e titolare con HCL 0,1 N fino al viraggio. La quantità di HCL, necessario al viraggio della soluzione, determina indirettamente il contenuto di azoto totale nel campione. Ripetere la distillazione e la titolazione per ogni campione.
Riportare i valori di HCL nella tabella apposita. In ultimo si passa al calcolo; considerando che la proteina contiene circa il 16% di azoto, la determinazione della proteina grezza nel campione avviene mediante una moltiplicazione tra i ml di HCL ottenuti con la distillazione e un fattore stechiometrico di 6,25 (1/16):
PG = ml di HCL * 6,25
Contenuto in lipidi o estratto etereo
1) Idrolisi Materiali:
Bilancia analitica;
Apparecchiatura per estrarre la componente lipidica;
Sacchetti filtranti (da essiccare in stufa per almeno 30 minuti e quindi conservare in essiccatore);
Termosaldatrice; Essiccatore;
Stufa termostatica;
Preparazione dei campioni nei sacchetti filtranti
Pesare con approssimazione +/- 0,1 mg il sacchetto filtrante e registrarne il peso;
60
Azzerare la bilancia;
Pesare 1,0 g di campione con approssimazione +/- 0,1 mg direttamente nel sacchetto filtrante registrando il peso esatto; Chiudere i sacchetti con la termosaldatrice mantenendo la linea di
saldatura entro circa 5 mm dal lato aperto;
Una volta terminate le pesate e chiusi i bag, si deve preparare la stufa e il bagnetto. Accendere la stufa termostata e impostare il valore di 102° C e preparare il bagnetto settando la temperatura a 90°C. Porre tre beker riempiti di acqua distillata nel bagnetto. Porre i bag con i campioni in HCL 5N dentro ad un beker nel bagnomaria per un’ora, girandoli dopo mezz’ora. Allo scadere del tempo prelevare uno ad uno i bag per trasferirli nel primo beker con acqua distillata; una volta completato il trasferimento lasciarli in bagnomaria per 15 minuti girandoli alla scadere di 7 minuti. Ripeto tale operazione di risciacquo per altre volte (in media 4 – 5 volte) negli altri due beker, fino ad avere un valore di pH 7 dell’acqua distillata contenuta al loro interno. Successivamente tampono con della carta assorbente i bag e trasferisco il tutto in stufa a 105° C per tre ore.
Allo scadere delle tre ore trasferisco i bag dentro ad un contenitore di plastica con chiusura ermetica e con un sacchetto di silice, cosicché da mantenere il tenore di umidità basso.
Li trasferisco per trenta minuti in essiccatore e successivamente peso su bilancia analitica, determinando il peso 1 (W1).
Adesso il campione è pronto per l’estrazione della componente lipidica con apposito strumento.
61
2) Estrazione
I bags pesati vengono così trasferiti nello strumento per l’estrazione dei lipidi. Attraverso un cilindro graduato prelevare 350 ml di etere di petrolio e versarlo nell’apposita camera di estrazione dello strumento. Adesso pongo i bag all’interno della stessa mantenendoli ben saldi con un apposito fermo in dotazione allo strumento stesso e fisso la camera di estrazione (contenente etere di petrolio e bag) al corpo macchina. Imposto sullo strumento il tempo di estrazione di un’ora, controllare sempre dopo ogni venti minuti. Terminata l’estrazione prelevare i bag e porli in stufa a 105°C per tre ore e successivamente trasferirli in essiccatore per il loro raffreddamento. Peso i singoli bag e registro il peso 2 (W2).
La differenza tra i due pesi (EE = W1 – W2), ci fornisce la quantità delle sostanze lipidiche presenti nei singoli campioni.
Fattori antinutrizionali (Saponine) Estrazione delle saponine dal campione
Nel presente lavoro di tesi l’estrazione delle saponine dal materiale vegetale è stata eseguita con un metodo tradizionale: l’estrazione mediante macerazione. La metodica di estrazione riportata da Pasaribu et
al. (2014) è stata modificata per migliorarne l’efficacia. Nello specifico, la
metodica interna ha previsto un periodo più prolungato di estrazione, tramite utilizzo di un agitatore basculante a piattaforma per un periodo di tempo determinato (30min), e la ripetizione dello stesso fino ad esaurimento del materiale estratto.
62 Materiali Agitatore; Metanolo; Falcon; Pipetta; Pasteur; Bagnetto ad ultrasuoni; Cappa; Centrifuga; Agitatore; Bilancia di precisione;
Spettrofotometro per la regione visibile; Procedimento
Pesare 100 mg di ciascun campione finemente macinato ed essiccato e trasferirlo in altrettante provette di vetro. Ad ogni provetta si aggiungono 5 ml di metanolo, chiudendola accuratamente con l’apposito tappo a vite. I vari campioni così ottenuti vengono trasferiti nel bagnetto a ultrasuoni per 5 minuti e successivamente nell’agitatore per 30 minuti. Al termine della mezz’ora le provette agitate vengono centrifugate per 5 minuti alla massima velocità (5000 rpm), per separare accuratamente il sedimento dal surnatante contenente le saponine in soluzione nel metanolo.
Il surnatante limpido così ottenuto da ciascuna provetta viene prelevato con le pasteur e raccolto in altrettante falcon. Terminata la fase di prelievo del surnatante dalle provette, si aggiunge nuovamente, ad ogni provetta, altri 5 ml di metanolo e si mette il tutto in agitazione per altri 30 minuti. L’agitazione, la centrifugazione e il prelievo del surnatante viene ripetuto
63
per tre volte, ottenendo, da ciascun campione, 15 ml di surnatante composto da metanolo e saponine. Le falcon con 15 ml di estratto vengono poi trasferite in frigo. La fase di estrazione è terminata. L’estrazione delle saponine nel presente lavoro è stata eseguita in doppio per ogni campione.
Determinazione delle saponine
La quantificazione è stata effettuata tramite tecnologia spettrofotometrica.
La metodica prevede che si prelevino 300 microlitri di estratto da ciascuna falcon e lo si trasferisca dentro ad altrettante provette di vetro, una per ogni campione analizzato. Successivamente, lavorando “sotto-cappa”, i campioni si portano a secco sotto flusso di azoto e ad essi si aggiungono 0,25 ml di vanillina e 2,5 ml di acido solforico in “ice bath”. Una volta preparati tutti i campioni questi vengono agitati con vortex per 30 secondi e messi in bagnetto a 60°C per 10 minuti. Per la corretta lettura tramite spettrofotometro viene preparato anche “il bianco” ovvero un campioni composto solo da 0,25 ml di vanillina e 2,5 ml di acido solforico (reattivi senza campione vegetale).
La lunghezza d’onda di lettura per la lettura viene settata a 544 nm. Si trasferisce il contenuto del bianco dalla provetta alla cuvetta, quest’ultima la si inserisce nello spettrofotometro e si esegue la lettura dell’assorbanza. La stessa procedura viene ripetuta per tutti i campioni e relative repliche.
64 3.3) Analisi statistica dei dati
L’analisi statistica è stata condotta sui parametri nutrizionali dei campioni di panico raccolti presso San Piero a Grado, Pisa, nell’anno 2015. Prima di effettuare l’analisi della varianza, i dati sono stati validati per l’omogeneità delle varianze tramite test di Levene e l’indipendenza dei residui tramite lo
Shapiro-Wilk test. L’analisi è stata condotta tramite l’utilizzo del modello
lineare riportato nell’equazione Eq.1
Equazione 1 𝑦 = 𝜇 + 𝑉 + 𝑇 + 𝑉 ∗ 𝑇 + 𝜀
Dove V = Varietà (n=2)
T = epoche di taglio (n=6)
L’analisi è stata eseguita con software R (R core team, 2015) e al fine di individuare le differenze tra i trattamenti è stato eseguito il test di Tukey HSD (Tukey C R package; Faria et al., 2015.)
65 4) Risultati e discussione
4.1) Dati metereologici a Pisa - anno 2015
Figura 4.1 – Andamento pluviometrico e termico anno 2015 a Pisa -
(www.cfr.toscana.it)
Durante il periodo di crescita del Panico nell’anno 2015 si sono registrate precipitazioni inferiori ai dati medi di lungo periodo nei mesi di aprile, maggio, giugno e settembre (Figura 4.1). Invece, nei mesi di luglio e agosto abbondanti precipitazioni sono state registrate con valori di 74 e 111 mm, che, rispetto alla media, rappresentano una piovosità mensile più che raddoppiata. Le temperature medie dell’aria sono cresciute costantemente dal mese da aprile a luglio, da 12,9 a 25,7 °C. Dal mese di agosto ad ottobre le temperature medie sono scese da 23.7 a 16.4 °C.
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 G F M A M G L A S O N D Temp era tu ra d el l'a ri a (° C) Pr e ci p ita zi o n i ( mm ) Climatologico Temp Med Precipitazioni Climatologico (1971-2000)
66
4.2) Produttività e dinamica di accumulo della biomassa
Durante il periodo di studio l’accumulo di sostanza secca nelle due varietà di Panico è stato differente, sia per quanto riguarda la dinamica sia la produttività totale. In particolare, la varietà Alamo, caratterizzata da un ciclo più tardivo, ha mostrato una produttività superiore rispetto a Blackwell. Al momento della fienagione, corrispondente alla fase di inizio- spigatura, le rese areiche sono state di 13,32 e 7,55 t ha-1 per Alamo e Blackwell. Le ricrescite estive, raccolte all’inizio del periodo autunnale, hanno mostrato valori simili di produttività con valori medi di 2,55 t ha-1 di sostanza secca (Figura 4.2).
Figura 4.2 – Dinamica di crescita nell’anno 2015 per entrambe le varietà di Panico Durante il periodo di studio le due varietà esaminate hanno mostrato differenze fenologiche e una diversa dinamica di accumulo della sostanza secca. Blackwell ha avuto un andamento più vigoroso nel primo periodo di crescita, e caratterizzata da un ciclo più breve ha raggiunto la maturità tecnologica per la fienagione nel mese di luglio. Alamo invece, ha
0,90 2,83 9,87 10,40 13,32 2,94 1,54 4,32 7,12 7,55 0,64 2,15 0 2 4 6 8 10 12 14
aprile maggio giugno luglio agosto settembre ottobre
ss t ha -1 Alamo Blackwell
67
mostrato un risveglio vegetativo inferiore, caratterizzato da una produzione di biomassa area lievemente ridotta, ma nella seconda metà del mese di giugno mostrava una quantità di biomassa prodotta superiore a Blackwell (Figura 4.2). In generale il Panico rispetto alle altre foraggere graminacee macro-terme, raggiunge la maturità di raccolta per la fienagione più rapidamente rispetto ad altre foraggere (Waramit et Al., 2014) e la produttività è influenzata, oltre che da una corretta concimazione (Muir et al., 2001; Parrish & Fike 2005), anche dalla densità dei germogli presenti in campo (Redfearn et al., 1997).
Grazie ai dati raccolti nell’anno 2015, la gestione di prati poliennali di
Panico tramite taglio a fieno estivo e successivo utilizzo come pascolo,
mostra che il Panico può essere utilizzato come una specie foraggera fino alla tarda estate inizio autunno (Waramit et al., 2014) offrendo inoltre la possibilità, attraverso una scelta corretta delle varietà, di fienagioni scalari in ambiente Mediterraneo (circa un mese di differenza tra la fienagione di Alamo e Blackwell). Inoltre, la presenza di ricrescita durante il periodo estivo garantirebbe la possibilità di pascolamento di una consistente quantità di biomassa (2,55 t ha-1). Le differenze fenologiche e la simile attitudine alla ricrescita durante il periodo estivo potrebbero garantire un utilizzo complementare delle due varietà in studio con l’obiettivo di garantire una cotico erboso per il pascolo dal mese di agosto al mese di ottobre.
68
4.3) Caratteristiche nutritive del panico (Panicum virgatum L.)
Varietà Alamo
Tabella 4.1 – Valore nutritivo del foraggio prodotto dalla varietà Alamo – anno 2015 Data
campionamento
PG NDF ADF ADL EE Ceneri Saponine
g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 11-mag 10,76 65,78 21,33 2,98 1,59 7,25 0,26 06-giu 6,74 70,77 29,72 2,79 1,38 6,83 0,22 22-giu 3,61 72,16 37,64 3,83 1,09 5,69 0,25 07-lug 2,99 73,72 39,02 5,80 0,94 4,23 0,23 05-ago 2,35 77,18 42,81 7,92 1,77 3,16 0,27 05-ott 3,33 57,60 30,17 1,70 2,00 6,62 0,38
Il contenuto medio di proteina grezza (PG) nella varietà Alamo durante il periodo di crescita dopo il risveglio vegetativo ha mostrato un range di valori da 2,35 a 10,76 g 100g-1, mentre la ricrescita ha avuto un contenuto medio di 3,33 g 100g-1 di PG (Tabella 4.1).
I valori di fibra neutro detersa (NDF) sono stati, durante tutto il periodo di crescita, superiori a 65 g 100g-1 di ss. La ricrescita ha mostrato valori inferiori di NDF (57,6 g 100g-1)e comportamenti analoghi si sono registrati per il contenuto di lignina (ADL), con concentrazione media inferiore nella ricrescita rispetto a tutti i rilievi eseguiti nel periodo di crescita. La fibra acido detersa (ADF) ha mostrato un range di valori tra periodo di crescita e ricrescita da 21,33 a 42,81 g 100g-1.
Durante il periodo di crescita, l’estratto etereo (EE) ha mostrato un valore massimo di 1,77 e un valore minimo 0,94 g 100g-1 e di 2,00 g 100g-1 nella ricrescita. Le ceneri hanno mostrato un contenuto massimo di 7,25 e un
69
contenuto minimo di 3,16 g 100g-1 e nella ricrescita un valore medio di 6,62 g 100g-1.
I risultati delle analisi delle saponine hanno mostrato, durante la stagione di crescita, una concentrazione costante nella biomassa prodotta con range di valori da 0,22 a 0,27 g 100g-1 e un valore medio decisamente superiore nella ricrescita di 0,38 g 100g-1.
Varietà Blackwell
Tabella 4.2 – Valore nutritivo del foraggio prodotto dalla varietà Blackwell – anno 2015 Data
campionamento
PG NDF ADF ADL EE Ceneri Saponine
g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 g 100g-1 11-mag 8,99 69,50 28,67 3,28 1,25 5,99 0,18 6-giu 4,94 72,51 35,88 3,90 1,16 5,98 0,29 22-giu 3,67 72,68 37,44 5,14 1,41 4,90 0,24 7-lug 2,83 73,91 38,55 6,21 0,78 4,15 0,27 5-ott 3,80 55,54 29,05 1,60 2,19 6,85 0,45
Il contenuto medio di proteina grezza (PG) nella varietà Blackwell durante il periodo di crescita dopo il risveglio vegetativo ha mostrato un andamento con valori da 2,83 a 8,99 g 100g-1 e un un contenuto medio di 3,8 g 100g-1 di PG nella ricrescita.
I valori di fibra neutro detersa (NDF) sono stati, durante tutto il periodo di crescita, superiore a 69 g 100g-1 di ss mentre la ricrescita ha mostrato un valore di 55,54 g 100g-1.Analogamente, le analisi hanno fornito dati per il contenuto di lignina (ADL) superiore durante il periodo di crescita ed inferiore nella ricrescita estiva (Tabella 4.2).
70
La fibra acido detersa (ADF) ha mostrato un range di valori tra periodo di crescita e ricrescita da 28,76 a 38,55 g 100g-1.
Durante il periodo di crescita, l’estratto etereo (EE) contenuto nella biomassa raccolta per la varietà Blackwell, ha mostrato un valore massimo di 1,41 e un valore minimo 0,78 g 100g-1 e un valore medio di 2,19 g 100g-1 nella ricrescita. Le ceneri hanno mostrato un contenuto massimo di 5,99 e di 4,15 g 100g-1 minimo e nella ricrescita un valore medio di 6,85 g 100g-1. Analogamente alla varietà Alamo, in Blackwell i risultati delle analisi delle saponine hanno mostrato una concentrazione costante nella biomassa prodotta con range di valori simili alla varietà confrontata. In particolare, durante la stagione di crescita le concentrazioni sono variate da 0,18 a 0,27 g 100g-1 mentre un valore più alto si è registrato nella ricrescita (0,45 g 100g-1).
4.4) Variazione stagionale della qualità del foraggio prodotto da prati di panico nell’anno 2015
L’andamento del contenuto proteico e in fibra nelle due varietà (Figure 4.3 e 4.4), sono in accordo con i risultati riportati da Waramit et al. (2012) e da Mosali et al. (2013). Nello specifico, l’andamento del contenuto proteico espresso come proteina grezza (PG) varia durante la stagione di crescita diminuendo dal 10 al 2% sulla ss totale, in entrambe le varietà, con una differenza caratterizzata da una concentrazione superiore in Alamo rispetto Blackwell di circa 2 punti percentuali ad inizio stagione, per poi diminuire fino al sostanziale pareggio del contenuto proteico al momento della fienagione (Figura 4.5). L’andamento del contenuto in
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proteina grezza mostra come la pianta di Panico traslochi, nel periodo compreso dall’antesi ai primi freddi, l’azoto dalla biomassa epigea a quella ipogea necessaria per la produzione di ricacci nella stagione primaverile successiva (Griffing & Jung, 1983; Vogel et al., 2002). Le emicellulose tendono a diminuire con il progredire della stagione vegetativa in entrambe le varietà (da 42 a 35 % sulla ss totale). Nelle ricrescite estive il contenuto è inferiore rispetto alla concentrazione durante il periodo di crescita con valori medi che si attestano sul 27% sulla ss totale. La cellulosa e la lignina invece mostrano un andamento opposto alle emicellulose, tendendo perciò ad aumentare dal risveglio vegetativo all’inizio della spigatura, ed essere poco presenti nelle ricrescite estive. Con il progredire della stagione la qualità del fieno prodotto da Panico subisce quindi una diminuzione di qualità come mostrato da Twidwell et
al., (1988); Buxton & Fales, (1994); Buxton et al., (1995). Nello specifico
delle due varietà, in Alamo, le cellulose variano dal 18 al 35% sulla ss totale e la lignina dal 3 al 8% sulla ss totale fino alla spigatura. In Blackwell, invece, le cellulose variano dal 25 al 32% sulla ss totale e la lignina dal 3 al 6% sulla ss totale, fino alla spigatura. Per quanto riguarda invece l’andamento delle cellulose e della lignina durante il periodo estivo, per entrambe le varietà, non si riscontrano differenze sostanziali: il valore medio per le cellulose è intorno a 28% sulla ss totale, mentre per la lignina è intorno al 2% sulla ss totale. Gli estratti inazotati (EI) mostrano valori costanti durante tutta la stagione di crescita, con un lieve incremento dalla ripresa al momento della fienagione, con un range di valori tra il 14 e il 18% sulla ss totale per entrambe le varietà. Invece, le ricrescite estive mostrano valori molto elevati (circa 30% sulla ss totale) di EI, mostrando
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come le ricrescite siano ricche in composti energetici e facilmente digeribili.
Tra le due varietà differenze significative nella composizione della sostanza secca sono riconducibili soprattutto al primo periodo di crescita (T1) in cui Alamo era caratterizzato un contenuto superiore in PG, EE e Ceneri e fa un minor contenuto in NDF a ADF (Tabella 4.3). Probabilmente queste differenze sono dovute al risveglio più tardivo di Alamo rispetto a Blackwell (35% in meno di sostanza secca prodotta in T1) e quindi ad un effetto diluizione maggiore in Blackwell. Andamenti simili si registrano anche in T2 dove differenze significative si registrano per PG e Ceneri, maggiormente presenti in Alamo rispetto Blackwell, mentre concentrazioni significativamente superiori di ADF e ADL sono presenti in Blackwell nel medesimo periodo colturale. In T3 Blackwell presenta un contenuto significativamente superiore di ADL ed EE ed inferiore di Ceneri rispetto Alamo. Al momento della fienagione di Blackwell (T4) non si registrano differenze significative con Alamo per nessun parametro analizzato, quindi non si riscontrano differenze tra il fieno prodotto da Blackwell e quello ipoteticamente prodotto da Alamo nel medesimo periodo (luglio), che invece vede un peggioramento dei parametri qualitativi in T5, al momento dell’inizio spigatura. Nella biomassa prodotta da entrambe le varietà durante il periodo estivo (T6) si riscontra una sola differenza significativa a carico dell’NDF maggiormente presente in Alamo.
73
Figura 4.3 - Caratterizzazione sostanza secca varietà Alamo anno 2015. T1 = data
campionamento 11 maggio, T2 = data campionamento 4 giugno, T3 = data campionamento 22 Giugno, T4 = data campionamento 7 Luglio, T5 = data campionamento 5 Agosto, T6 = data campionamento 5 Ottobre, PG = Proteina Grezza,
EI = Estrattivi inazotati.
Figura 4.4- Caratterizzazione sostanza secca varietà Blackwell anno 2015. T1 = data
campionamento 11 maggio, T2 = data campionamento 4 giugno, T3 = data campionamento 22 Giugno, T4 = data campionamento 7 Luglio, T5 = data campionamento 5 Agosto, PG = Proteina Grezza, EI = Estrattivi inazotati.
0% 20% 40% 60% 80% 100% T 1 T 2 T 3 T 4 T 5 T 6 % SU SOS TAN ZA SE C C A
Ceneri PG Emicellulose Cellulose Lignina EI EE
0% 20% 40% 60% 80% 100% T 1 T 2 T 3 T 4 T 5 % SU SOS TAN ZA SE C C A
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Figura 4.5 - Andamento del contenuto proteico per le varietà Alamo e Blackwell
0 2 4 6 8 10 12
aprile maggio giugno luglio agosto settembre ottobre
PG (% su lla ss totale) ALAMO BLACKWELL RICRESCITA ESTIVA CRESCITA PRIMAVERILE-ESTIVA
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Tabella 4.6 - Analisi statistica dei parametri qualitativi del foraggio prodotto da panico (Panicum virgatum L.) - anno 2015 per entrambe le varietà in studio. T1 = data campionamento 11 maggio, T2 = data campionamento 4 giugno, T3 = data campionamento 22 Giugno, T4 = data campionamento 7 Luglio, T5 = data campionamento 5 Agosto, T6 = data campionamento 5 Ottobre, PG = Proteina Grezza, EI = Estrattivi inazotati. Le lettere accanto ai valori indicano una differenza statisticamente significativa per p<0,05 per test HSD di Tukey.
I composti antinutrizionali indagati, le saponine, hanno mostrano una bassa variabilità durante tutta la stagione di crescita (Figura 4.6), come riscontrato anche da Lee et al., (2001). Tra le due varietà si sono riscontrate differenze significative nel contenuto in saponine nei campionamenti di giugno (T2), luglio (T4) ed ottobre (Ricrescita T6). In T2 Alamo aveva una concentrazione superiore a Blackwell (0,22 vs 0,18% sulla ss totale), invece in T4 Alamo ha mostrato una concentrazione inferiore a Blackwell con rispettivi valori di 0,23 e 0,27% sulla ss totale.
VARIETA’ PG g 100g-1 NDF g 100g-1 ADF g 100g-1 ADL g100g-1 EE g100g-1 CENERI g 100g-1 EI g100g-1 T1 ALAMO 10,76 a 65,78 b 21,33 b 2,98 1,59 a 7,25 a 14,62 BLACKWELL 8,99 b 69,50 a 28,67 a 3,28 1,25 b 5,99 b 14,28 T2 ALAMO 6,74 a 70,77 29,72 b 2,79 b 1,38 6,83 a 14,28 BLACKWELL 4,94 b 72,51 35,88 a 3,90 a 1,16 5,98 b 15,40 T3 ALAMO 3,61 72,16 37,64 3,83 b 1,09 b 5,69 a 17,45 BLACKWELL 3,67 72,68 37,44 5,14 a 1,41 a 4,90 b 17,34 T4 ALAMO 2,99 73,72 39,02 5,80 0,94 4,23 18,12 BLACKWELL 2,83 73,91 38,55 6,21 0,78 4,15 18,34 T5 ALAMO 2,35 77,18 42,81 7,92 1,77 3,16 15,55 BLACKWELL T6 ALAMO 3,33 57,60 a 30,17 1,70 2,00 6,62 30,45 BLACKWELL 3,80 55,54 b 29,05 1,60 2,19 6,85 31,62
76
Nelle ricrescite le saponine sono presenti in concentrazione decisamente superiore rispetto a tutti i rilievi durante la stagione di crescita (Figura 4.6). Inoltre, Blackwell era caratterizzato da una concentrazione significativamente superiore ad Alamo, con valori di 0,45 e 0,38% sulla ss totale, rispettivamente.
Figura 4.7 - Contenuto in saponine durante la stagione di crescita in Alamo e Blackwell.