Confronto dei valori di danno primario ed ossidativo al DNA dopo esposizione a TiO 2 NP diversamente rivestite

Grazie al comet test e alle sue varianti ossidative, è possibile fare un confronto tra il danno primario e il danno ossidativo al DNA, indotto dalle TiO2 NP diversamente

rivestite.

Paragonando i risultati ottenuti emerge che TiO2 NP pristine, citrate e silicate

inducono maggiormente danno ossidativo al DNA delle A549, rispetto al danno primario, viceversa TiO2 Aeroxide® P25 causa più danno primario che ossidativo.

Focalizzando l’attenzione sugli effetti indotti dalla funzionalizzazione delle TiO2

NP, è possibile evidenziare danni ossidativi al DNA, indotti da entrambi i rivestimenti (citrato e silicato), non molto differenti tra loro; anche se, alle dosi più alte (20 – 40 g/cm2), il silicio sembra avere maggior effetto genotossico a carico delle pirimidine, rispetto al citrato. Al contrario, per quanto riguarda il danno primario al DNA, tra i due differenti rivestimenti è il citrato a manifestare un maggior potenziale genotossico.

Analizzando il danno ossidativo generato da tutte le TiO2 NP saggiate, non si

riscontrano differenze evidenti tra le basi azotate del DNA: le TiO2 NP causano

ossidazione delle basi allo stesso modo, indipendentemente dal fatto che siano purine o pirimidine.

Dai risultati ottenuti con i vari esperimenti, condotti per testare il potenziale citogenotossico delle NP di biossido di titanio sulla linea cellulare A549, è emerso che tutte le TiO2 NP testate provocano evidenti danni genotossici, così come

induzione della morte cellulare e diminuzione della proliferazione.

In modo particolare, la funzionalizzazione delle TiO2 NP con il citrato sembra

aumentare il potenziale citogenotossico delle TiO2 NP nude, mentre il silicio

sembra mitigare gli effetti citostatici e citotossici delle particelle pristine, ma non sembra modificare molto il loro potenziale genotossico.

Appare evidente inoltre, analizzando i risultati ottenuti con i test di genotossicità, come gran parte del potenziale genotossico delle TiO2 NP, sia rivestite che

La tossicità delle TiO2 NP, siano esse rivestite o meno, evidenziata dai nostri

esperimenti, porta alla conclusione che esposizioni a tali nanopaticelle, soprattutto a lungo termine, potrebbero avere ripercussioni negative sulla salute umana.

5. DISCUSSIONE

I risultati ottenuti in questo lavoro sperimentale descrivono gli effetti citotossici e genotossici indotti da quattro diverse nanoparticelle di biossido di titanio (TiO2 NP)

in colture di A549, cellule immortalizzate epiteliali polmonari di tipo II di origine umana: TiO2 NP pristine, rivestite con silicio, rivestite con citrato, e nanoparticelle

di riferimento Aeroxide® P25.

In letteratura sono presenti molti studi che associano alle nanoparticelle effetti negativi a livello cellulare, quali danni al DNA, stress ossidativo, reazioni infiammatorie, apoptosi e interferenze nella regolazione genica (Foldbjerg et al., 2011; Kusaka et al., 2014; Jugan et al., 2012; Cheng et al., 2013b). In accordo con tali studi, i dati ottenuti dai nostri esperimenti evidenziano la citotossicità e la genotossicità delle TiO2 NP focalizzando l’attenzione su come la diversa chimica

di superficie possa modularne gli effetti.

Il potenziale tossico delle TiO2 NP pristine e diversamente rivestite è stato

saggiato mediante il test di efficienza di formazione delle colonie (CFE), il cytome- test del micronucleo con blocco della citodieresi (CBMN-cyt), accoppiato alla tecnica FISH per distinguere gli effetti clastogeni da quelli aneuploidogeni, e il test della cometa.

Per il saggio CFE, che rileva la citotossicità basale analizzando il potenziale clonogenico delle cellule trattate con le NP, si è provveduto a saggiare una gamma di concentrazioni comprese tra 1.25 g/cm2 e 80 g/cm2 in modo da individuare se vi fosse potenziale tossico e in quale intervallo esso fosse compreso, mentre per testare la citostasi ed il potenziale citotossico e genotossico di TiO2 NP attraverso il CBMN-cyt e il test della cometa sono state selezionate le

concentrazioni di 10-20-40 g/cm2. Per il test FISH infine, è stata saggiata la sola concentrazione di 20 g/cm2, considerandola più rappresentativa.

Le TiO2 NP non rivestite hanno mostrato una significativa citotossicità a tutte le

concentrazioni saggiate (1.25 - 80 g/cm2), confermata dai valori di citostasi e dall’induzione di fenomeni apoptotici e necrotici così come riscontrato nel saggio CBMN-cyt. Allo stesso modo, anche i test di genotossicità effettuati hanno mostrato evidenti danni a carico del DNA, indotti da TiO2 NP pristine.

I nostri risultati trovano diversi riscontri in letteratura: studi sia in vivo che in vitro hanno evidenziato come TiO2 NP possano causare danni al DNA e a organelli

cellulari, quali i mitocondri, generando stress ossidativo attraverso la produzione di specie reattive dell’ossigeno (ROS) e danni alle membrane cellulari (Hamzeh e Sunahara, 2013; Jin et al., 2011; Jugan et al., 2012; Shukla et al., 2011; Hsiao e Huang, 2011); inoltre inducono crescita incontrollata e conseguente trasformazione cellulare così come influenzano la corretta progressione delle fasi mitotiche portando alla formazione di micronuclei (Huang et al., 2009).

Il progetto europeo Sanowork, in cui si inserisce questo lavoro di tesi, si prefigge di trovare metodi efficaci per ridurre il potenziale tossico delle nanoparticelle, allo scopo di preservare la salute umana, soprattutto in ambito occupazionale. Un metodo per alterare le caratteristiche chimico-fisiche delle NP, e quindi la loro tossicità, è rappresentato dalla loro modulazione superficiale attraverso il rivestimento con altri materiali.

Data l’evidenza del potenziale tossico delle TiO2 NP, è stato quindi interessante

analizzare il potenziale citogenotossico di TiO2 NP diversamente rivestite, per

capire se la rimediazione possa ridurre la loro tossicità. A tale scopo sono state utilizzate TiO2 NP ricoperte con biossido di silicio e con trisodio citrato diidrato.

Nelle nostre condizioni sperimentali, il saggio di efficienza di formazione delle colonie ha evidenziato come TiO2 pristino induca citotossicità in misura dose- e

tempo-dipendente nelle cellule A549, mentre tale linearità si perde per i trattamenti con le TiO2 NP citrate e con le TiO2 NP silicate essendo riscontrabile solo per le

esposizioni più brevi (24 e 48 ore). Inoltre, nonostante dopo i trattamenti di 24 ore le NP pristine abbiano mostrato una maggiore citotossicità rispetto alle TiO2 NP

rimediate, non si può affermare che i rivestimenti attenuino la tossicità delle NP pristine, perchè dopo esposizioni più lunghe (48 e 72 ore) le NP rivestite con citrato e con silicato hanno indotto una maggiore citotossicità.

Tale citotossicità è stata evidenziata anche attraverso il test del micronucleo con blocco della citodieresi, analizzando la citostasi, gli eventi necrotici e gli eventi apoptotici: sebbene la rimediazione con il silicio sembri attenuare, anche se di poco, la citotossicità delle TiO2 NP, entrambi i rivestimenti hanno mostrato effetti

citotossici e citostatici.

Vari studi presenti in letteratura descrivono le nanoparticelle di silicio (SiO2 NP)

come non tossiche (Uboldi et al., 2012; Singh et al., 2012; Feng et al., 2013), inducendo a pensare che possano essere utilizzate efficacemente come rivestimento per le nanoparticelle, al fine di attenuare la loro citotossicità. Tuttavia

molti studi in vitro hanno evidenziato la capacità di SiO2 NP di ridurre la vitalità in

vari tipi cellulari di origine umana e murina o di aumentare la produzione di specie reattive dell’ossigeno e di citochine pro-infiammatorie (Eom e Choi, 2009; Napierska et al., 2009; Choi et al., 2010; Morishige et al., 2010; Rabolli et al., 2010; Yang et al., 2010; Ye et al., 2010).

Così come per il silicio, anche per quanto riguarda il citrato, in letteratura sono presenti molti studi che evidenziano il suo potenziale citotossico.

Freese e collaboratori hanno esposto diversi tipi cellulari umani di origine endoteliale (HDMEC e hCMEC) a nanoparticelle di oro (AuNP) pristine e rivestite con diverse concentrazioni di citrato, dimostrando come quest’ultimo fosse responsabile degli effetti citotossici osservati (Freese et al., 2012). Allo stesso modo, Uboldi e colleghi hanno dimostrato che AuNP inducono citotossicità in cellule epiteliali umane (A549 e NCIH441) e che gli effetti tossici esercitati correlavano con la presenza di sodio citrato sulla superficie delle NP (Uboldi et al., 2009).

Anche per quanto riguarda la potenziale genotossicità delle TiO2 NP diversamente

rivestite, i nostri risultati sperimentali, attraverso il test CBMN-cyt e il test della cometa, non hanno evidenziato evidenti riduzioni del danno genotossico delle NP rivestite, rispetto alle TiO2 NP pristine.

Al contrario, sono molti gli studi in letteratura che suggeriscono come il silicio non manifesti genotossicità. In un esperimento condotto da Gonzalez e collaboratori, SiO2 NP di diverse dimensioni (16, 60 e 104 nm) non hanno indotto significativa

formazione di micronuclei in cellule A549 (Gonzalez et al., 2010). Allo stesso modo, Uboldi e altri hanno dimostrato che, indipendentemente dalla dimensione, a seguito di esposizione a SiO2 NP, non si è avuta formazione di micronuclei nella

linea cellulare murina Balb/3T3 (Uboldi et al., 2012). Usando il comet-assay, Barnes e colleghi hanno dimostrato che NP di alluminio, rivestite con silicio (20- 250 nm), non sono risultate genotossiche in fibroblasti murini 3T3-L1 (Barnes et

al., 2008).

Per quanto riguarda il rivestimento con il citrato, invece, i nostri studi trovano riscontro in letteratura. Fraga e altri, per esempio, hanno esposto cellule HepG2 (linea cellulare di epatociti umani) a AuNP di 20 nm divesamente rivestite, dimostrando un aumento della genotossicità in cellule esposte a AuNP rivestite con citrato (Fraga et al., 2013).

Anche studi in vivo, su Drosophila, hanno dimostrato una maggiore genotossicità di AuNP rivestite con citrato, rispetto alle controparti non rivestite, riscontrata attraverso un aumento della frammentazione di DNA e significativa modificazione dell’espressione di geni coinvolti nelle risposte allo stress cellulare (Vecchio et al., 2012a; 2012b).

Il progetto Sanowork focalizza l’attenzione sullo studio delle nanoparticelle in ambito occupazionale, in cui l’inalazione rappresenta la principale via di esposizione alle NP. Pertanto, la linea cellulare A549, utilizzata in questo lavoro, rappresenta un valido modello in vitro per lo studio degli effetti delle TiO2 NP

sull’apparato respiratorio.

Secondo quanto emerso dai nostri esperimenti, si potrebbe concludere che i rivestimenti utilizzati non siano efficaci per ridurre la tossicità delle TiO2 NP sulle

colture di A549: la presenza del silicio sulla superficie delle TiO2 NP sembrerebbe

attenuare, anche se di poco, la citotossicità del titanio, ma non si può dire la stessa cosa riguardo al danno indotto al DNA, per cui le TiO2 NP inducono danni

paragonabili, se non superiori, a quelli indotti dalle TiO2 NP non rivestite; il citrato,

invece, sembra aumentare notevolmente la citotossicità delle TiO2 NP e allo

stesso modo, non sono stati riscontrati minori effetti genotossici rispetto a quelli esercitati dalle TiO2 NP non rivestite.

Tuttavia, nonostante questi risultati trovino consensi anche in letteratura, molti altri studi sembrano discordanti, pertanto, in prospettiva di un utilizzo sempre maggiore di NP, dovranno essere condotti ulteriori esperimenti di tossicità (potenziale cancerogeno e danno ossidativo al DNA) al fine di offrire una più completa valutazione delle TiO2 NP nell’ambito dell’esposizione occupazionale per una

BIBLIOGRAFIA

 Aillon KL, Xie Y, El-Gendy N, Berkland CJ, Forrest ML. Effects of nanomaterial physicochemical properties on in vivo toxicity. Adv Drug Deliv

Rev. 2009 Jun 21; 61(6): 457-66.

 Aueviriyavit S, Phummiratch D, Kulthong K, Maniratanachote R. Titanium dioxide nanoparticles-mediated in vitro cytotoxicity does not induce Hsp70 and Grp78 expression in human bronchial epithelial A549 cells. Biol Trace

Elem Res. 2012 Oct; 149(1): 123-32.

 Baer DR, Gaspar DJ, Nachimuthu P, Techane SD, Castner DG. Application of surface chemical analysis tools for characterization of nanoparticles. Anal

Bioanal Chem. 2010 Feb; 396(3): 983-1002.

 Barnes CA, Elsaesser A, Arkusz J, Smok A, Palus J, Leśniak A, Salvati A, Hanrahan JP, Jong WH, Dziubałtowska E, Stepnik M, Rydzyński K, McKerr G, Lynch I, Dawson KA, Howard CV. Reproducible comet assay of amorphous silica nanoparticles detects no genotoxicity. Nano Lett. 2008 Sep; 8(9): 3069-74.

 Barnard AS. One-to-one comparison of sunscreen efficacy, aesthetics and potential nanotoxicity. Nat Nanotechnol. 2010 Apr; 5(4): 271-4.

 Bernier MC, Besse M, Vayssade M, Morandat S, El Kirat K. Titanium dioxide nanoparticles disturb the fibronectin-mediated adhesion and spreading of pre-osteoblastic cells. Langmuir. 2012 Sep 25; 28(38): 13660- 7.

 Beyersmann D, Hartwig A. 2008. Carcinogenic metal compounds: recent insight into molecular and cellular mechanisms. Arch Toxicol. 2008 Aug; 82(8): 493-512.

 Brynskikh AM, Zhao Y, Mosley RL, Li S, Boska MD, Klyachko NL, Kabanov AV, Gendelman HE, Batrakova EV. Macrophage delivery of therapeutic nanozymes in a murine model of Parkinson's disease. Nanomedicine

(Lond). 2010 Apr; 5(3): 379-96.

 Chan KL, North PS, Hickson ID. BLM is required for faithful chromosome segregation and its localization defines a class of ultrafine anaphase bridges. EMBO J. 2007 Jul 25; 26(14): 3397-409.

 Cheng J, Fernando KA, Veca LM, Sun YP, Lamond AI, Lam YW, Cheng SH. Reversible accumulation of PEGylated single-walled carbon nanotubes in the mammalian nucleus. ACS Nano. 2008 Oct 28; 2(10): 2085-94.

 Cheng J, Gu YJ, Cheng SH, Wong WT. Surface functionalized gold nanoparticles for drug delivery. J Biomed Nanotechnol. 2013a Aug; 9(8): 1362-9.

 Cheng LC, Jiang X, Wang J, Chen C, Liu RS. Nano-bio effects: interaction of nanomaterials with cells. Nanoscale. 2013b May 7; 5(9): 3547-69

 Chithrani BD, Stewart J, Allen C, Jaffray DA. Intracellular uptake, transport, and processing of nanostructures in cancer cells. Nanomedicine. 2009 Jun; 5(2): 118-27.

 Cho EC, Xie J, Wurm PA, Xia Y. Understanding the role of surface charges in cellular adsorption versus internalization by selectively removing gold nanoparticles on the cell surface with a I2/KI etchant. Nano Lett. 2009 Mar; 9(3): 1080-4.

 Choi AH, Ben-Nissan B, Matinlinna JP, Conway RC. Current perspectives: calcium phosphate nanocoatings and nanocomposite coatings in dentistry.

J Dent Res. 2013 Oct; 92(10): 853-9.

 Choi J, Zheng Q, Katz HE, Guilarte TR. Silica-based nanoparticle uptake and cellular response by primary microglia. Environ Health Perspect. 2010 May; 118(5): 589-95.

 Coccini T, Roda E, Sarigiannis DA, Mustarelli P, Quartarone E, Profumo A, Manzo L. Effects of water-soluble functionalized multi-walled carbon nanotubes examined by different cytotoxicity methods in human astrocyte D384 and lung A549 cells. Toxicology. 2010 Feb 28; 269(1): 41-53.

 Collins AR. The comet assay for DNA damage and repair: principles, applications, and limitations. Mol Biotechnol. 2004 Mar; 26(3): 249-61.

 Collins AR, Duthie SJ, Dobson VL. Direct enzymic detection of endogenous oxidative base damage in human lymphocyte DNA. Carcinogenesis. 1993 Sep; 14(9): 1733-5.

 Coradeghini R, Gioria S, García CP, Nativo P, Franchini F, Gilliland D, Ponti J, Rossi F. Size-dependent toxicity and cell interaction mechanisms of gold nanoparticles on mouse fibroblasts. Toxicol Lett. 2013 Mar 13; 217(3): 205- 16.

 Decordier I, Mateuca R, Kirsch-Volders M. Micronucleus assay and labeling of centromeres with FISH technique. Methods Mol Biol. 2011; 691: 115-36.

 Dhawan A, Sharma V. Toxicity assessment of nanomaterials: methods and challenges. Anal Bioanal Chem. 2010 Sep; 398(2): 589-605

 Di Bucchianico S, Fabbrizi MR, Cirillo S, Uboldi C, Gilliland D, Valsami- Jones E, Migliore L. Aneuploidogenic effects and DNA oxidation induced in vitro by differently sized gold nanoparticles. Int J Nanomedicine. 2014 May 8; 9: 2191-204

 Di Bucchianico S, Fabbrizi MR, Misra SK, Valsami-Jones E, Berhanu D, Reip P, Bergamaschi E, Migliore L. Multiple cytotoxic and genotoxic effects induced in vitro by differently shaped copper oxide nanomaterials.

Mutagenesis. 2013 May; 28(3): 287-99.

 Doak SH, Griffiths SM, Manshian B, Singh N, Williams PM, Brown AP, Jenkins GJ. Confounding experimental considerations in nanogenotoxicology. Mutagenesis. 2009 Jul; 24(4): 285-93.

 Donaldson K, Poland CA. Inhaled nanoparticles and lung cancer - what we can learn from conventional particle toxicology. Swiss Med Wkly. 2012 Jun 19; 142: w13547.

 Donaldson K, Poland CA, Schins RP. Possible genotoxic mechanisms of nanoparticles: criteria for improved test strategies. Nanotoxicology. 2010

Dec; 4: 414-20.

 Dusinska M, Collins AR. Detection of oxidised purines and UV-induced photoproducts in DNA of single cells, by inclusion of lesion-specific enzymes in the comet assay. Altern. Lab. Anim. 1996; 24: 405-411.

 Dusinska M, Collins AR. The comet assay in human biomonitoring: gene- environment interactions. Mutagenesis. 2008 May; 23(3): 191-205.

 Eom HJ, Choi J. Oxidative stress of silica nanoparticles in human bronchial epithelial cell, Beas-2B. Toxicol In Vitro. 2009 Oct; 23(7): 1326-32.

 EU – European Commission Recommendation on the definition of nanomaterial. http://osha.europa.eu/en/news/eu-european-commision recommendation on the definition of nanomaterial. 2011.

 Falck GC, Lindberg HK, Suhonen S, Vippola M, Vanhala E, Catalán J, Savolainen K, Norppa H. Genotoxic effects of nanosized and fine TiO2. Hum Exp Toxicol. 2009 Jun; 28(6-7): 339-52.

 Fenech M. Cytokinesis-block micronucleus cytome assay. Nat Protoc. 2007; 2(5): 1084-104.

 Fenech M. The lymphocyte cytokinesis-block micronucleus cytome assay and its application in radiation biodosimetry. Health Phys. 2010 Feb; 98(2): 234-43.

 Fenech M, Kirsch-Volders M, Natarajan AT, Surralles J, Crott JW, Parry J, Norppa H, Eastmond DA, Tucker JD, Thomas P. Molecular mechanisms of micronucleus, nucleoplasmic bridge and nuclear bud formation in mammalian and human cells. Mutagenesis. 2011 Jan; 26(1): 125-32.

 Feng X, Zhang S, Lou X. Controlling silica coating thickness on TiO2

nanoparticles for effective photodynamic therapy. Colloids Surf B

Biointerfaces. 2013 Jul 1; 107: 220-6.

 Florez L, Herrmann C, Cramer JM, Hauser CP, Koynov K, Landfester K, Crespy D, Mailänder V. How shape influences uptake: interactions of anisotropic polymer nanoparticles and human mesenchymal stem cells.

Small. 2012 Jul 23; 8(14): 2222-30.

 Foldbjerg R, Dang DA, Autrup H. Cytotoxicity and genotoxicity of silver nanoparticles in the human lung cancer cell line, A549. Arch Toxicol. 2011 Jul; 85(7): 743-50.

 Foster KA, Oster CG, Mayer MM, Avery ML, Audus KL. Characterization of the A549 cell line as a type II pulmonary epithelial cell model for drug metabolism. Exp Cell Res. 1998 Sep 15; 243(2): 359-66.

 Fraga S, Faria H, Soares ME, Duarte JA, Soares L, Pereira E, Costa- Pereira C, Teixeira JP, de Lourdes Bastos M, Carmo H. Influence of the surface coating on the cytotoxicity, genotoxicity and uptake of gold nanoparticles in human HepG2 cells. J Appl Toxicol. 2013 Oct; 33(10): 1111-9.

 Freese C, Uboldi C, Gibson MI, Unger RE, Weksler BB, Romero IA, Couraud PO, Kirkpatrick CJ. Uptake and cytotoxicity of citrate-coated gold nanospheres: Comparative studies on human endothelial and epithelial cells. Part Fibre Toxicol. 2012 Jul 3; 9: 23.

 Gan Q, Dai D, Yuan Y, Qian J, Sha S, Shi J, Liu C. Effect of size on the cellular endocytosis and controlled release of mesoporous silica

nanoparticles for intracellular delivery. Biomed Microdevices. 2012 Apr; 14(2): 259-70.

 Garimberti E, Tosi S. Fluorescence in situ hybridization (FISH), basic principles and methodology. Methods Mol Biol. 2010; 659: 3-20.

 Ge C, Du J, Zhao L, Wang L, Liu Y, Li D, Yang Y, Zhou R, Zhao Y, Chai Z, Chen C. Binding of blood proteins to carbon nanotubes reduces cytotoxicity. Proc Natl Acad Sci U S A. 2011 Oct 11; 108(41): 16968-73.

 Gerber A, Bundschuh M, Klingelhofer D, Groneberg DA. Gold nanoparticles: recent aspects for human toxicology. J Occup Med Toxicol. 2013 Dec; 11: 8(1): 32.

 Ghosh M, Bandyopadhyay M, Mukherjee A. Genotoxicity of titanium dioxide (TiO2) nanoparticles at two trophic levels: plant and human lymphocytes.

Chemosphere. 2010 Nov; 81(10): 1253-62.

 Gieni RS, Chan GK, Hendzel MJ. Epigenetics regulate centromere formation and kinetochore function. J Cell Biochem. 2008 Aug 15; 104(6): 2027-39.

 Gonzalez L, Lison D, Kirsch-Volders M. Genotoxicity of engineered nanomaterials: A critical review. Nanotoxicology. 2008; 2: 252–273.

 Gonzalez L, Sanderson BJ, Kirsch-Volders M. Adaptations of the in vitro MN assay for the genotoxicity assessment of nanomaterials. Mutagenesis. 2011 Jan; 26(1): 185-91.

 Gonzalez L, Thomassen LC, Plas G, Rabolli V, Napierska D, Decordier I, Roelants M, Hoet PH, Kirschhock CE, Martens JA, Lison D, Kirsch-Volders M. Exploring the aneugenic and clastogenic potential in the nanosize range: A549 human lung carcinoma cells and amorphous monodisperse silica nanoparticles as models. Nanotoxicology. 2010 Dec; 4: 382-95

 Guichard Y, Schmit J, Darne C, Gaté L, Goutet M, Rousset D, Rastoix O, Wrobel R, Witschger O, Martin A, Fierro V, Binet S. Cytotoxicity and genotoxicity of nanosized and microsized titanium dioxide and iron oxide particles in Syrian hamster embryo cells. Ann Occup Hyg. 2012 Jul; 56(5): 631-44.

 Hackenberg S, Scherzed A, Kessler M, Hummel S, Technau A, Froelich K, Ginzkey C, Koehler C, Hagen R, Kleinsasser N. Silver nanoparticles:

evaluation of DNA damage, toxicity and functional impairment in human mesenchymal stem cells. Toxicol Lett. 2011 Feb 25; 201(1): 27-33.

 Hamzeh M, Sunahara GI. In vitro cytotoxicity and genotoxicity studies of titanium dioxide (TiO2) nanoparticles in Chinese hamster lung fibroblast

cells. Toxicol In Vitro. 2013 Mar; 27(2): 864-73.

 Heit R, Rattner JB, Chan GK, Hendzel MJ. G2 histone methylation is required for the proper segregation of chromosomes. J Cell Sci. 2009 Aug 15; 122(Pt 16): 2957-68.

 Herzog E, Casey A, Lyng FM, Chambers G, Byrne HJ, Davoren M. A new approach to the toxicity testing of carbon-based nanomaterials--the clonogenic assay. Toxicol Lett. 2007 Nov 1; 174(1-3): 49-60.

 Hillegass JM, Shukla A, Lathrop SA, MacPherson MB, Fukagawa NK, Mossman BT. Assessing nanotoxicity in cells in vitro. Wiley Interdiscip Rev

Nanomed Nanobiotechnol. 2010 May-Jun; 2(3): 219-31.

 Hirano S, Fujitani Y, Furuyama A, Kanno S. Uptake and cytotoxic effects of multi-walled carbon nanotubes in human bronchial epithelial cells. Toxicol

Appl Pharmacol. 2010 Nov 15; 249(1): 8-15.

 Hoffelder DR, Luo L, Burke NA, Watkins SC, Gollin SM, Saunders WS. Resolution of anaphase bridges in cancer cells. Chromosoma. 2004 Jun; 112(8): 389-97

 Hougaard KS, Jackson P, Jensen KA, Sloth JJ, Löschner K, Larsen EH, Birkedal RK, Vibenholt A, Boisen AM, Wallin H, Vogel U. Effects of prenatal exposure to surface-coated nanosized titanium dioxide (UV-Titan). A study in mice. Part Fibre Toxicol. 2010 Jun 14; 7:16.

 Hsiao IL, Huang YJ. Effects of various physicochemical characteristics on the toxicities of ZnO and TiO nanoparticles toward human lung epithelial cells. Sci Total Environ. 2011 Mar 1; 409(7): 1219-28

 Huang R, Carney RP, Stellacci F, Lau BL. Protein-nanoparticle interactions: the effects of surface compositional and structural heterogeneity are scale dependent. Nanoscale. 2013 Aug 7; 5(15): 6928-35.

 Huang S, Chueh PJ, Lin YW, Shih TS, Chuang SM. Disturbed mitotic progression and genome segregation are involved in cell transformation mediated by nano-TiO2 long-term exposure. Toxicol Appl Pharmacol. 2009

 Huang X, Li L, Liu T, Hao N, Liu H, Chen D, Tang F. The shape effect of mesoporous silica nanoparticles on biodistribution, clearance, and biocompatibility in vivo. ACS Nano. 2011 Jul 26; 5(7): 5390-9.

 Huang X, Teng X, Chen D, Tang F, He J. The effect of the shape of mesoporous silica nanoparticles on cellular uptake and cell function.

Nel documento Nanoparticelle di biossido di titanio: effetti citogenetici in pneumociti umani in vitro. (pagine 64-84)