Diverse sono le ipotesi sul meccanismo di interazione di OTA e dei sui metaboliti con le molecole endogene per spiegare i suoi effetti tossici. Di seguito vengono descritti alcuni meccanismi alla base degli effetti tossici indotti dalla micotossina:
Inibizione della fosforilazione ossidativa e blocco della respirazione mitocondriale associata alla deplezione dell’ATP e al conseguente rigonfiamento mitocondriale per l'impossibilità della cellula di mantenere il gradiente sodio/potassio (Meisner, 1976). La disfunzione mitocondriale è un evento "precoce" durante la tossicità indotta da OTA (Aleo et al., 1991); dimostrata in epatociti di ratti (Meisner, et al., 1974 e Wei et al., 1985) che inoltre, provoca un'alterazione morfologica dopo somministrazione in vivo (Suzuki et al., 1975).
Inibizione della fenilalanil-t-rna sintetasi accompagnata da una riduzione della sintesi proteica. La fenilalanil-tRNA sintetasi riconosce il gruppo fenilalaninico dell’OTA, che determina un’inibizione competitiva, fermando l’aminoacetilazione e bloccando l’allungamento del peptide. Poiché l’affinità dell’OTA per la fenilalanil-tRNA sintetasi è molto più bassa di quella della fenilalanina stessa, l’OTA, probabilmente, determina effetti negativi quando si accumula nelle cellule e quando la concentrazione intracellulare di fenilalanina è bassa (Kuiper-Goodman e Scott, 1989). E’ stato dimostrato che aggiungendo contemporaneamente OTA e fenilalanina al mezzo di coltura si previene completamente l’inibizione della sintesi proteica (Creppy et al., 1979). E' interessante notare che Zanick-Grubisik et al.,(2000) nel loro lavoro hanno dimostrato una forte azione inibitoria di OTA sulla Phe-idrossilasi nel fegato ma non nel rene di ratti.
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Aumento Della Formazione Di Radicali Liberi Ed Incremento Delle Reazioni Enzimatiche Di Perossidazione Lipidica. Sono stati realizzati diversi studi in vitro sulla perossidazione lipidica in presenza di OTA in microsomi isolati di fegato di ratto. In uno di questi studi si osservò che la riduzione del Fe3+ a Fe2+ stimolava la
perossidazione e che questa dipendeva dal NADPH citocromo P450 riduttasi, in quanto aggiungendo un chelante del ferro ed inibitori del suddetto enzima, si limitavano tali processi (Rahimtula et al., 1988; Marquardt e Frohlich, 1992; Omar et al., 1990).
Sequestro Del Calcio Microsomiale. Vari studi indicano che l’inibizione della captazione del calcio, attraverso il reticolo endoplasmatico del fegato, è un episodio precoce causato dai processi di perossidazione lipidica (Marquardt e Frohlich, 1992). Studi in vivo ed in vitro hanno rivelato che l’OTA danneggia l’attività della pompa del calcio (Khan et al., 1989). Infatti è stata osservata una riduzione del 42-45% della captazione del calcio, da parte della pompa ionica, in topi a cui si era somministrata una dose di 10 mg/Kg p.c. di ocratossina A; inoltre è stato dimostrato che il trattamento di cellule microsomiali epatiche di topo con una concentrazione di 10 μM di OTA, determinava una riduzione dell’80% del sequestro del calcio da parte del reticolo endoplasmatico.
Inibizione Della Gluconeogenesi, riduzione dei depositi di glicogeno epatico ed aumento dei livelli serici di glucosio (Suzuki et al., 1975). L’OTA inoltre, altera l’azione di diversi enzimi ed in particolare, l’attività dell’enzima fosfoenolpiruvato carbossichinasi, enzima chiave della gluconeogenesi, il quale può essere completamente ridotto nei ratti (Meisner e Meisner, 1981) e nei maiali (Meisner e
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Krogh, 1986), degradando l’mRNA che codifica per questa molecola (Meisner et al., 1983). Perciò una conseguenza tossicologica indiretta dell’OTA è anche l’alterazione della via metabolica dei carboidrati.
Formazione di addotti Negli ultimi anni il dibattito per quanto riguarda il coinvolgimento dell'OTA nella formazione di addotti di DNA è contoverso. Un meccanismo con azione genotossica è stato definito con la tercina 32P-postabilng, dimostrando che il trattamento con OTA porta alla formazione di addotti di DNA in diversi organi sia su topi che in ratti (Pfohl-Leszkowicz et al., 1993 e Pfohl-Leszkowicz et al., 2002). Tali adotti nella maggior parte scompaiono dopo 5 giorni dal trattamento invece altri persistono per 16 giorni nel rene (Pfohl-Leszkowicz et al., 1993). Sono state, inoltre, individuati con la stessa procedura addotti di DNA in esperimenti in vitro con cellule colturali diverse (Grosse et al., 1995 e Grosse et al., 1997) e con cellule renali epatiche di conoglio trattate con OTA (Obrecht-Pflumio et al., 2000). Recentemente è stato segnalato un addotto che si è formato attraverso il radicale fenotico si OTA, il C8-deossiguanosina (C8-dG) (Dai et al., 2003). Per contro, Malley et al., (2004) utilizzando la tecnica spettrometrica di massa non ha rilevato addotti di DNA dopo la somministrazione di C14-OTA in ratti.
Effetto sull'apoptosi e trasduzione del segnale. Le perturbazioni alle cellule causate da OTA possono portare alla morte delle stesse (Atroshi et al., 2000). A conferma di ciò in studi di tossicità acuta, la morte cellulare indotta da OTA è stata riportata in vivo nei tubuli renali di ratto (Albassam, et al., 1987), in embrioni di topo (Wei et al., 1993) e in feto di topo (Atroshi et al., 2000) invece, in vitro, in varie tipologie cellulari quali: l'infociti umani (Seegers et al., 1994), cellule HL60 umane (Ueno et al., 1995), cellule
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di adenocarcinoma cervicale (cellule HELA) (Seegers, et al., 1994), cellule MDCK (Schwerdt et al., 1999 e Gekle et al., 1998), cellule renali di criceto (Seegers, et al., 1994), fibroplasti polmonari di criceto (cellule V79) e celluce CVU-1 (182) (Ringot et al., 2006). In altri studi, dove si sono impiegate concentrazioni nanomolari l'OTA, questa ha mostrato di facilitare l'apoptosi provocando la riduzione della sintesi proteica (Ueno et al., 1995), un aumento dell'attività della caspasi-3, frammentazione del DNA e la condensazione della cromatina (Schwerdt et al., 1999 e Gekle et al., 2000). L'Uhe et al. (2003) nel suo studo, impiegando la tecnica del cDNA microarrey hanno dimostrato che OTA induce cambiamenti di trascrizione in vivo in rene di ratto ed in vitro in cellule renali tubulari prossimali. Inoltre, è stato dimostrato che OTA altera i livelli trascrizionali di diversi geni noti per essere coinvolti nel danno al DNA (GADD135-GADD45) e nell' apoptosi. Muller et al., (2003) hanno dimostrato che OTA modula anche il complesso di regolazione delle proteine recettoriali di superficie come CD55, CD46, CD59 e quindi colpisce l'integrità della membrana e la vitalità cellulare e la proliferazione delle cellule renali umane in vitro. Ulteriori studi, si sono eseguiti invece, focalizzando l'attenzione sui metaboliti reattivi di OTA. Atroschi et al., (2000) hanno dimostrato che i ROS e gli addotti-OTA sono regolatori facoltativi ma non obbligatoridi apoptosi. Petrik et al., (2003) studiando l'induzione di apoptosi mediante OTA nei reni di ratto ha dimostrato che tale reazione è accompagnata da uno stress ossidativo, dettato dalla formazione di MDA, dall'aumentata attività di perossidasi lipidica e dalla riduzione della superossido dismutasi. In un altro studio, Doorten et al., (2004) impiegando due saggi di tossicità ha dimostrato il ruolo di alcuni metaboliti nella citotossicità di OTA e la sua influenza con l'attività lisosomiale e nella pinocitosi.