• Non ci sono risultati.

PARTE SPECIALE

STAZIONE ESTREMITA’ FLACCIDE, SDRAIATO

1.2. ANALISI IMMUNOISTOCHIMICHE

1.3.1. RISULTATI BAL

La valutazione microscopica dei preparati ha previsto:

a) Valutazione morfologica di ogni caso, con determinazione della tipologia del processo patologico in atto e, in caso di flogosi, la caratterizzazione del tipo di essudato; per la valutazione della percentuale di macrofagi – cellule epitelioidi ci si è avvalsi anche dell’ausilio delle indagini immunoistochimiche effettuate tramite uso di anticorpo anti-lisozima.

b) Valutazione immunoistochimica: per la valutazione dei risultati immunoistochimici, inerenti l’espressione di antigene rodococcico in sede intramacrofagica; ogni striscio è stato valutato a 40X, per ogni striscio sono stati valutati 10 campi microscopici scelti in modo “random” e la media aritmetica dei valori di cellule positive ottenuti è stata ritenuta come l’espressione media di cellule positive per quel determinato striscio-puledro.

L’esame morfologico tramite colorazione con Ematossilina-Eosina (H&E) e tramite metodo Papanicolaou (PAP) ha permesso di confermare e classificare dal punto di vista citopatologico le differenti tipologie di flogosi, in base alle caratteristiche citologiche dell’essudato.

Nella tabella 8 vengono riportati i tre casi osservati, suddivisi per tipo di flogosi.

TABELLA 8: VALUTAZIONE CITOLOGICA ED IMMUNOISTOCHIMICA DEI TRE BAL E CARATTERIZZAZIONE MACROFAGICA.

Puledro Tipologie cellulari Macrofagi * Cellule

giganti* Diagnosi) Positività per R.equi

Puledro A Polimorfonucleati (+++)

Macrofagi (+++) Cellule epiteliali con

cilioftoria e degenerazione palloniforme (++) Siderociti (++) Eosinofili (++) Mastociti (+) Cellule di contaminazione orofaringea (-) Spirali di Curshmann (++) Linfociti (+++) Plasmacellule (++) 10.7 3.7 Bronco-bronchiolite cronica di tipo piogranulomatoso con numerose cellule giganti a caratterizzare l’essudato. Positivo: positività presente nelle cellule giganti ed in qualche macrofago. Puledro B Polimorfonucleati (+++) Macrofagi (+)

Cellule epiteliali con

cilioftoria e degenerazione palloniforme (+) Siderociti (+++) Eosinofili (+) Mastociti (-) Cellule di contaminazione orofaringea (-) Spirali di Curshmann (-) Linfociti (+) Plasmacellule (-) 4.2 1 Quadro di “Small airway inflammatory disease” SAID con atteggiamento cronicizzate.

Negativo

Puledro C Polimorfonucleati (+) Macrofagi (+)

Cellule epiteliali con

cilioftoria e degen.palloniforme(- /+) Siderociti (+++) Eosinofili (+) Mastociti (-) Cellule di contaminazione orofaringea (+) Spirali di Curshmann (-) Linfociti (+) Plasmacellule (-) 3.5 0.25 Quadro riferibile a probabile forma iniziale di flogosi a frigore, con EIPHD (Exercise induced pulmonary

haemorrage disease).

Negativo

• Numero medio di cellule Lisozima + per campo a 40X, contato su 10 campi scelti randfom.

In tutti e tre i casi analizzati si è potuta constatare la presenza di un processo infiammatorio a carico delle vie aeree profonde. In particolare, mentre nel puledro C i reperti citologici hanno indicato un

processo in fase iniziale (modica presenza di polimorfonucleati, scarsità di macrofagi alveolari desquamanti e caratteristiche reologiche del muco, oltrechè presenza di contaminazione di cellule del tratto orofaringeo - Fig.11) con sovrapposizione di microemorragie polmonari (presenza di siderociti e globuli rossi “vecchi” sul fondo del campione), il puledro B ha mostrato un pattern citologico riferibile ad una SAID ad eziologia non specifica (Fig.12). La condizione di SAID, in base alla presenza di alcune cellule giganti e un buon numero medio di macrofagi, è apparsa quindi in fase cronicizzate. Il puledro A ha invece mostrato un pattern citologico tipico di flogosi cronica, caratterizzato, oltrechè dal numero di neutrofili ma soprattutto di macrofagi presenti (Fig. 13), dalle mutate caratteristiche reologiche del muco, estrinsecatesi nella comparsa di spirali di Curshmann (Fig. 14) e da una elevata atipia delle cellule epiteliali, talora polinucleate (Fig. 15). La presenza di numerose cellule giganti (Fig. 16) ha permesso di classificare la flogosi come piogranulomatosa; molte di queste cellule giganti così come alcuni macrofagi sono risultati positivi alla reazione con anticorpo mononclonale contro R.equi (Fig. 17, 18 e 19).

Fig. 12. Puledro B; ampia presenza di neutrofili ed eosinofili caratterizzanti il BAL. PAP 20X.

Fig. 13. Puledro A; macrofagi con articolato citoplasmatico e neutrofili; si noti la filamentosità del muco. PAP 20X.

Fig. 14. Puledro A; caratteristica spirale di muco, indice di mutate caratteristiche reologiche del medesimo. PAP 20X.

Fig. 15. Puledro A; cellula gigante di ragguardevoli dimensioni; si noti la caratteristica disposizione dei nuclei e la presenza di strutture coccoidi intracitoplasmatiche. PAP 60X.

Fig. 16. Puledro A; gruppo di cellule epiteliali ciliate desquamate; si noti la notevole anisocitosi e la cilioftoria di alcune di esse. Sullo sfondo è sempre osservabile la presenza di strie di muco e neutrofili a nucleo picnotico. PAP 40X.

Fig. 17. Puledro A; due cellule giganti con debole positività citoplasmatica per Rhodococcus

Fig. 18. Puledro A; Cellula gigante fortemente positiva per Rhodococcus equi. IHC 20X.

Fig. 19. Puledro A; Cellula gigante fortemente positiva per Rhodococcus equi; si noti la positività di fondo dell’area dello striscio, con alcuni macrofagi ugualmente positivi. IHC 40X.

CONCLUSIONI

Nonostante alcune difficoltà materiali, questo studio è stato portato avanti per due stagioni riproduttive consecutive, permettendo di raccogliere i dati sufficienti per caratterizzare un campione abbastanza significativo di soggetti. Questo ha permesso di confrontare gli animali malati tra loro e con i sani e il continuo e costante monitoraggio tramite ecografia ed esami ematologici ha consentito di determinare una relazione tra i diversi rilievi.

Lo scopo di questo lavoro è stato proprio quello di determinare un collegamento tra i ausili diagnostici (ematologici ed ecografici) e le prime fasi della malattia causata da R. equi, al fine di stabilire la validità diagnostica di questi mezzi e soprattutto la precocità, caratteristica indispensabile per limitare i danni economici determinati dalla malattia. Infatti, la rodococcosi, è una delle maggiori cause di perdite nell’allevamento equino proprio per le sue principali caratteristiche: è diffusa in tutto il mondo, ha un’alta resistenza ambientale, un’elevata trasmissibilità e colpisce quasi esclusivamente i puledri in cui causa le principali manifestazioni clinico – patologiche. Inoltre la terapia è una ulteriore fonte di spesa, soprattutto per la sua notevole durata.

Durante questo studio, sono stati presi in esame 25 puledri, di cui 13 hanno costituito il gruppo dei malati e di questi solo 3 hanno palesato la rodococcosi associata a sintomi clinici e rilievi diagnostici alterati in rapporto a quanto riportato in bibliografia, mentre gli altri sono stati colpiti da patologie respiratorie non riferibili a rodococcosi. Tra gli esami svolti per il monitoraggio, soprattutto l’ecografia e la conta leucocitaria, al contrario della fibrinogenemia, sono risultate indicatori precoci del processo flogistico in atto. Ovviamente i singoli esami non permettono la diagnosi definitiva ed è importante che siano integrati tra loro e soprattutto associati al monitoraggio della terapia. Importante sottolineare l’importanza di una buona esperienza clinica personale

associata all’eventuale esame necroscopico dei soggetti deceduti, esami istopatologici e nei soggetti ammalati, quando possibile, esami specifici per la rodococcosi quali il test ELISA su siero e la PCR o l’esame colturale dal BAL o essudato espettorato.

In conclusione, il management ottimale d’allevamento prevederebbe uno screening clinico regolare di tutti i soggetti con controlli giornalieri ed esami di laboratorio settimanali in modo da intervenire tempestivamente con le cure adeguate al caso.

BIBLIOGRAFIA

• Addo, P. B., and S. M. Dennis. 1977. Corynebacteria associated

with diseases of cattle, sheep and goats in northern Nigeria. Br.

Vet. J. 133:334-339.

• Aihara, H., K. Watanabe, and R. Nakamura. 1986.

Characterization of production of cholesterol oxidases in three Rhodococcus strains. J. Appl. Bacteriol. 61:269-274.

• Apajalahti, J. H. A., P. Karpanoja, and M. S. Salkinoja-Salonen. 1986. Rhodococcus chlorophenolicus sp. nov., a chlorophenol-

mineralizing actinomycete. Int. J. Syst. Bacteriol. 36:246-251.

• Ardans, A. A., S. K. Hietala, M. S. Spensley, and A. Sansome. 1986. Studies of naturally occurring and experimental

Rhodococcus equi (Corynebacterium equi) pneumonia in foals.

Proc. Am. Assoc. Equine Pract. 32:129-144.

• Bain, A. M. 1963. Corynebacterium equi infection in the equine. Aust. Vet. J. 39:116-121.

• Barton, M. D., and K. L. Hughes. 1980. Corynebacterium equi: a

review. Vet. Bull. 50:65-80.

• Barton, M. D., and K. L. Hughes. 1984. Ecology of Rhodococcus

equi. Vet. Microbiol. 9:65-76.

• Bauwens, L., E. Van Dyck, W. De Meurichy, and P. Piot. 1987.

Corynebacterium equi pneumonia in three Baikal seals (Pusa sibirica). Aquat. Mammals 13:17-22.

• Beaman, B. L., and C. Black. 1985. Interaction of Nocardia

asteroides in BALB/c mice: modulation of macrophage function, enzyme activity and induction of immunologically specific T-cell bactericidal activity. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 122:138-147.

• Beaman, B. L., and S. E. Moring. 1988. Relationship among cell

wall composition, stage of growth, and virulence of Nocardia asteroides GUH-2. Infect. Immun. 56:557-563.

• Beech J: Citology of tracheal bronchial aspirate in horses, Vet Pathol 12: 157-164, 1975

• Berg, R., H. Chmel, J. Mayo, and D. Armstrong. 1977.

Corynebacterium equi infection complicating neoplastic disease.

Am. J. Clin. Pathol. 68:73-77.

• Bernheimer, A. W., R. Linder, and L. S. Avigad. 1980. Stepwise

degradation of membrane sphingomyelin by corynebacterial phospholipases. Infect. Immun. 29:123-131.

• Bishopric, G. A., M. F. d'Agay, B. Schlemmer, E. Sarfati, and E. Brocheriou. 1988. Pulmonary pseudotumour due to

Corynebacterium equi in a patient with acquired immunodeficiency syndrome. Thorax 43:486-487.

• Blaser, M. J., and D. L. Cohn. 1986. Opportunistic infections in

patients with AIDS: clues to the epidemiology of AIDS and the relative virulence of pathogens. Rev. Infect. Dis. 8:21-30.

• Boulay, P., and G. Bouley. 1958. Etude bacteriologique de

deuxsouches normandes de Corynebacterium equi (C. magnussoni). Rec. Med. Vet. 84:723-730.

• Bowles, P. M., J. B. Woolcock, and M. D. Mutimer. 1987.

Experimental infection of mice with Rhodococcus equi: differences in virulence between mice. Vet. Microbiol. 14:259-268.

• Bowles, P. M., J. B. Woolcock, and M. D. Mutimer. 1989. Early

events associated with experimental infection of the murine lung with Rhodococcus equi. J. Comp. Pathol. 101:411-420.

• Bruner, D. W., and P. R. Edwards. 1941. Classification of

Corynebacterium equi. Ky. Agric. Exp. Stn. Bull. 414:91-107.

• Bruner, D. W., W. W. Dimock, and P. R. Edwards. 1939. The

serological classification of Corynebacterium equi. J. Infect. Dis.

65:92-96.

• Bull, L. B. 1924. Corynebacterial pyaemia of foals. J. Comp. Pathol. 37:294-298.

• Buschman, E., A. A. Apt, B. V. Nickonenko, A. M. Moroz, M. K. Averbakh, and E. Skamene. 1988. Genetic aspects of innate

resistance and acquired immunity to mycobacteria in inbred mice.

Springer Semin. Immunopathol. 10:319-336.

• Butler, J. A.; Colles, C. M.; Dyson, S. J. ; Kold, S. E.; Poulos, P. W. Clinical Radiology of the Horse. Second edition, Blackwell Science, 2000.

• Butler, W. R., D. G. Ahearn, and J. 0. Kilburn. 1986. High-

performance liquid chromatography of mycolic acids as a tool in the identification of Corynebacterium, Nocardia, Rhodococcus, and Mycobacterium species. J. Clin. Microbiol. 23:182-185.

• Carman, M. G., and R. T. Hodges. 1987. Distribution of

Rhodococcus equi in animals, birds and from the environment. N.

Z. Vet. J. 35:114-115.

• Carpenter, J. L., and J. Blom. 1976. Corynebacterium equi

pneumonia in a patient with Hodgkin's disease. Am. Rev. Respir.

Dis. 114:235-239.

• Carrigan, M. J., I. J. Links, and A. G. Morton. 1988. Rhodococcus

equi infection in goats. Aust. Vet. J. 65:331-332.

• Carter, G. R., and G. A. Hylton. 1974. An indirect

hemagglutination test for antibodies to Corynebacterium equi.

Am. J. Vet. Res. 35:1393-1395.

• Chaisson, R. E., and P. C. Hopewell. 1988. Editorial. Mycobacteria

and AIDS mortality. Am. Rev. Respir. Dis. 139:1-3.

• Chirino-Trejo, J. M., and J. F. Prescott. 1987. Antibody response

of horses to Rhodococcus equi antigens. Can. J. Vet. Res. 51:301-

305.

• Chirino-Trejo, J. M., and J. F. Prescott. 1987. Polyacrylamide gel

electrophoresis of whole-cell preparations of Rhodococcus equi.

Can. J. Vet. Res. 51:297-300.

• Chirino-Trejo, J. M., J. F. Prescott, and J. A. Yager. 1987.

Protection of foals against experimental Rhodococcus equi pneumonia by oral immunization. Can. J. Vet. Res. 51:444-447.

• Cimprich, R. E., and J. R. Rooney. 1977. Corynebacterium equi

enteritis in foals. Vet. Pathol. 14:95-102.

• Clark AF: Air hygiene and equine respiratory disease, Vet Res In Practice 9 (6): 196-204, 1987

• CLIN. MICROBIOL. REV. equi endophthalmitis. Arch. Ophthamol. 107:20.

• Collins, F. M. 1988. AIDS-related mycobacterial disease. Springer Semin. Immunopathol. 10:375-391.

• Collins, M. D., J. Smida, M. Dorsch, and E. Stackebrandt. 1988.

Isukumurella gen. nov. harboring Corynebacterium paurometabolum and Rhodococcus aurianticus. Int. J. Syst.

Bacteriol. 38:385-391.

• Cotchin, E. 1943. Corynebacterium equi in the submaxillary lymph

nodes of swine. J. Comp. Pathol. 53:298-309.

• Craig, J. F., and G. 0. Davies. 1940. Corynebacterium equi in

bovine pyometra. Br. Vet. J. 96:417-419.

• Dennis, S. M., and V. W. Bamford. 1966. The role of

corynebacteria in perinatal lamb mortality. Vet. Rec. 79:105-107.

• Deo, M. G. 1988. Editorial. Immunological approach for control of

Mycobacterium avium-intracellulare infections in AIDS-an hypothesis. Int. J. Lepr. Mycobact. Dis. 56:455-463.

• Dewes, H. F. 1972. Strongyloides westeri and Corynebacterium

equi in foals. N. Z. Vet. J. 20:82.

• Dewes, H. F. 1989. The association between weather, frenzied

behavior, percutaneous invasion by Strongyloides westeri larvae and Rhodococcus equi disease in foals. N. Z. Vet. J. 37:69-73.

• Eales, L.-J., and J. M. Parkin. 1988. Current concepts in the

immunopathogenesis of AIDS and HIV infection. Br. Med. Bull.

44:38-55.

• Ebersole, L. L., and J. L. Paturzo. 1988. Endophthalmitis caused

by Rhodococcus equi Prescott serotype 4. J. Clin. Microbiol.

26:1221-1222.

• Elienberger, M. A., and R. P. Genetzky. 1986. Rhodococcus equi

infections: literature review. Comp. Cont. Educ. Pract. Vet.

8:S414-S424.

• Elienberger, M. A., M. L. Kaeberle, and J. A. Roth. 1984. Equine

cell-mediated immune response to Rhodococcus (Corynebacterium) equi. Am. J. Vet. Res. 45:2424-2427.

• Elienberger, M. A., M. L. Kaeberle, and J. A. Roth. 1984. Equine

humoral immune response to Rhodococcus (Corynebacterium) equi. Am. J. Vet. Res. 45:2428-2430.

• Elissalde, G. S., and H. W. Renshaw. 1980. Corynebacterium

equi: an interhost review with emphasis on the foal. Comp.

• Ellenberger, M. A., M. L. Kabaerlc, and J. A. Roth. 1984. Effect of

Rhodococcus equi on equine polymorphonuclear leukocyte function. Vet. Immunol. Immunopathol. 7:315-324.

• Elliot, G., G. H. K. Lawson, and C. P. Mackenzie. 1986.

Rhodococcus equi infection in cats. Vet. Rec. 118:693-694.

• Etherington, W. G., and J. F. Prescott. 1980. Corynebacterium

equi cellulitis associated with Strongyloides penetration in a foal.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 177:1025-1027.

• Falcon, J., B. P. Smith, T. R. O'Brien, G. P. Carlson, and E. Biberstein. 1985. Clinical and radiographic findings in

Corynebacterium equi pneumonia of foals. J. Am. Vet. Med.

Assoc. 186:593-599.

• Feldman, W. H., H. E. Moses, and A. G. Karlson. 1940.

Corynebacterium equi as a possible cause of tuberculosis-like lesions of swine. Cornell Vet. 30:465-481.

• Fierer, J., P. Wolf, L. Seed, T. Gay, K. Noonan, and P. Haghighi. 1986. Non-pulmonary Rhodococcus equi infections in patients

with acquired immune deficiency syndrome (AIDS). J. Clin.

Pathol. 40:556-558.

• Flatla, J. L. 1942. Infeksjon med Corynebacterium equi hos foll. Norsk Vet. Tidsskr. 54:249-276, 322-336.

• Fraser, G. 1964. The effect on animal erythrocytes of

combinations of diffusible substances produced by bacteria. J.

Pathol. Bacteriol. 88:43-53.

• Freestone, J. F., S. Hietala, J. Moulton, and S. Vivrette. 1987.

Acquired immunodeficiency in a seven-year-old horse. J. Am. Vet.

Med. Assoc. 190:689-691.

• Furuichi, K., H. Ezoe, H. Katoh, H. Adachi, and T. Obara. 1981.

Regulation of allergic reaction by aerobic Corynebacterium equi extract, CEF. Int. Arch. Allergy Appl. Immunol. 64:345-352.

• Gainsford, S. A., and E. Frater. 1986. Two cases of infection

involving Rhodococcus equi. N. Z. J. Med. Lab. Technol. 40:100-

101.

• Gardner, S. E., T. Pearson, and W. T. Hughes. 1976. Pneumonitis

• Gay, C. C., V. Sloss, R. H. Wrigley, and R. Horsey. 1981. The

treatment of pneumonia in foals caused by Rhodococcus (Corynebacterium) equi. Aust. Vet. J. 57:150-151.

• Genetsky, R. M., M. P. Bettcher, L. H. Arp, and P. L. White. 1982.

Corynebacterium equi infection in a mare. Mod. Vet. Pract.

63:876-879.

• George JL, Reif JS, Shiederer RK, et al.: Identification of carriers

of Streptococcus equi in natural infected herd, J Am Vet Med

Assoc 183:80-84, 1983

• Golub, B., G. Falk, and W. W. Spink. 1967. Lung abscess due to

Corynebacterium equi. Report of first human infection. Ann.

Intern. Med. 66:1174-1177.

• GoodfelHow, M. 1986. Genus Rhodococcus, p. 1472. In P. H. A. Sneath, N. S. Mair, M. E. Sharpe, and J. G. Holt (ed.), Bergey's manual of systematic bacteriology, vol. 2. The Williams & Wilkins Co., Baltimore.

• Goodfellow, M. 1987. The taxonomic status of Rhodococcus equi. Vet. Microbiol. 14:205-209.

• Goodfellow, M., A. R. Beckham, and M. D. Barton. 1982.

Numerical classification of Rhodococcus equi and related actinomycetes. J. Appl. Bacteriol. 53:199-207.

• Goodfellow, M., and T. Cross. 1984. Classification, p. 7. In M. Goodfellow, M. Mordaski, and S. T. Williams (ed.), The biology of

the actinomycetes. Academic Press, Inc. (London), Ltd., London.

• Goren, M. B. 1982. Immunoreactive substances of mycobacteria. Am. Rev. Respir. Dis. 125:50-69.

• Haglund, L. A., J. A. Trotter, L. N. Slater, S. L. Harris, P. J. Rettig, and J. R. Harkess. 1989. Case 9-1989: AIDS and a cavitary

pulmonary lesion. N. Engl. J. Med. 321:395.

• Hall, R. M., and C. Ratledge. 1986. Distribution and application of

mycobactins for the characterization of species within the genus Rhodococcus. J. Gen. Microbiol. 132:853-856.

• Hattel AL, Drake TR, Andertholm BJ, et al: Pulmonary aspergillosis

associated with acute enteritis in horse, J Am Vet Med Assoc 199:

• Henry, J. I. 1979. Corynebacterium equi septicaemia in foals:

control and therapy, no. 786. Post-graduate Committee in

Veterinary Science, University of Sydney, Sydney, Australia.

• Hietala, S. K., A. A. Ardans, and A. Sansome. 1985. Detection of

Corynebacterium equi-specific antibody in horses by enzyme- linked immunosorbent assay. Am. J. Vet. Res. 46:13-15.

• Hietala, S. K., and A. A. Ardans. 1987. Interaction of Rhodococcus

equi with phagocytic cells from R. equi-exposed and non-exposed foals. Vet. Microbiol. 14:307-320.

• Hietala, S. K., and A. A. Ardans. 1987. Neutrophil phagocytic and

serum opsonic response of the foal to Corynebacterium equi. Vet.

Immunol. Immunopathol. 14:279-294.

• Higgins, R., and M. Paradis. 1980. Abscess caused by

Corynebacterium equi in a cat. Can. Vet. J. 21:63-64.

• Hillerdal, G., I. Riesenfeldt-Orn, A. Pedersen, and E. Ivanicova. 1988. Infection with Rhodococcus equi in a patient with

sarcoidosis treated with corticosteroids. Scand. J. Infect. Dis.

20:673-677.

• Hillidge, C. J. 1986. Review of Corynebacterium (Rhodococcus)

equi lung abscesses in foals: pathogenesis, diagnosis and treatment. Vet. Rec. 119:261-264.

• Hillidge, C. J. 1987. Use of erythromycin-rifampin combination in

treatment of Rhodococcus equi pneumonia. Vet. Microbiol.

14:337-342.

• Hillman, D., B. Garretson, and R. Fiscella. 1989. Rhodococcus VOL. 4, 1991

• Holtman, D. F. 1945. Corynebacterium equi in chronic pneumonia

of the calf. J. Bacteriol. 49:159-162.

• Hughes, K. L., and I. Sulaiman. 1987. The ecology of

Rhodococcus equi and physicochemical influences on growth. Vet.

Microbiol. 14:241-250.

• Ishino, S., M. Nakazawa, and I. Matsuda. 1987. Pathological

findings of guinea-pigs infected intratracheally with Rhodococcus (Corynebacterium) equi. Jpn. J. Vet. Sci. 49:395-402.

• J. F. Prescott. 1991. Rhodococcus equi: an Animal and Human

• Jang, S. S., A. Lock, and E. L. Biberstein. 1975. A cat with

Corynebacterium equi lymphadenitis clinically simulating lymphosarcoma. Cornell Vet. 65:232-239.

• Jasmin, A. M., J. M. Carroll, and J. N. Baucom. 1969.

Corynebacterium equi infection in the American alligator (Alligator missippiensis) and the American crocodile (Crocodilus acutus). J.

Comp. Lab. Med. 3:71-72.

• Jensen, H. L. 1934. Studies on saprophytic mycobacteria and

corynebacteria. Proc. Linn. Soc. N. S. W. 59:19-61.

• Johnson, J. A., J. F. Prescott, and R. J. F. Markham. 1983. The

pathology of experimental Corynebacterium equi infection in foals following intrabronchial challenge. Vet. Pathol. 20:440-449.

• Johnson, J. A., J. F. Prescott, and R. J. F. Markham. 1983. The

pathology of experimental Corynebacterium equi infection in foals following intragastric challenge. Vet. Pathol. 20:450-459.

• Jones, M. R., P. J. Say, T. J. Neale, and J. G. Horne. 1989.

Rhodococcus equi: an emerging opportunistic pathogen? Aust. N.

Z. J. Med. 19:103-107.

• Karlson, A. G., H. E. Moses, and W. H. Feldman. 1940.

Corynebacterium equi (Magnusson, 1923) in the submaxillary lymph nodes of swine. J. Infect. Dis. 67:243-251.

• Kaufmann, S. H. E., and I. E. A. Flesch. 1988. The role of the T

cell-macrophage interactions in tuberculosis. Springer Semin.

Immunopathol. 10:337-358.

• Kaura, Y. K., and M. D. Mutimer. 1987. Biochemical and

serological characteristics of Indian strains of Rhodococcus equi (Corynebacterium equi). Indian J. Microbiol. 27:39-42.

• Knight, H. D., and S. Hietala. 1978. Antimicrobic susceptibility

patterns in horses, p. 63-68. In J. D. Powers and T. E. Powers

(ed.), Proceedings, 2nd Equine Pharmacology Symposium. American Association of Equine Practitioners, Golden Colo.

• Kunke, P. J. 1987. Serious infection in an AIDS patient due to

Rhodococcus equi. Clin. Microbiol. Newsl. 9:163-164.

• Lamb, J. R., and A. D. M. Rees. 1988. Antigen specificity and

function of human T lymphocyte clones reactive with mycobacteria. Br. Med. Bull. 4:600-610.

• LeBar, W. D., and M. I. Pensler. 1986. Pleural effusion due to

Rhodococcus equi. J. Infect. Dis. 154:919-920.

• Linder, R., and A. W. Bernheimer. 1982. Enzymatic oxidation of

membrane cholesterol oxidase in relation to lysis of sheep erythrocytes by corynebacterial enzymes. Arch. Biochem.

Biophys. 213:395-404.

• Lynn, W., M. Whyte, and J. Weber. 1989. Nocardia, Mycobacteria,

and AIDS. AIDS 3:766-767.

• MacGregor, J. H., W. M. Samuelson, D. C. Sane, and J. D. Godwin. 1986. Opportunistic lung infection caused by

Rhodococcus (Corynebacterium) equi. Radiology 160:83-84.

• Magnusson, H. 1923. Spezifische infektioese Pneumonie beim

Fohlen. Ein Neuer Eitererreger beim Pferd. Arch. Wiss. Prakt.

Tierheilkd. 50:22-37.

• Magnusson, H. 1938. Pyaemia in foals caused by

Corynebacterium equi. Vet. Rec. 50:1459-1468.

• Marsch, J. C., and A. von Graevenitz. 1973. Recurrent

Corynebacterium equi infection with lymphoma. Cancer 32:147-

149.

• Martens, R. J.: Pediatrics. In Mansmann, R. A., McAllister, E. S., Pratt, P. W. (eds): Equine Medicine and Surgery 3rd Ed., vol. 1. Santa Barbara, American Veterinary Publications, 1982, p. 317. • Martens, J. G., R. J. Martens, and H. W. Renshaw. 1988.

Rhodococcus (Corynebacterium) equi: bactericidal capacity of neutrophils from neonatal and adult horses. Am. J. Vet. Res.

49:295-299.

• Martens, R. J., H. W. Renshaw, and R. A. Fiske. 1983.

Corynebacterium equi: experimental production of chronic pneumonia, p. 11. In Third Veterinary Respiratory Symposium.

Comparative Respiratory Society, Urbana, Ill.

• Martens, R. J., J. G. Martens, H. W. Renshaw, and S. K. Hietala. 1987. Rhodococcus equi: equine neutrophil chemiluminescent and

bactericidal responses to opsonizing antibody. Vet. Microbiol.

14:277-286.

• Martens, R. J., J. G. Martens, R. A. Fiske, and S. K. Hietala. 1989.

plasma in experimentally infected foals. Equine Vet. J. 21:249-

255.

• Martens, R. J., R. A. Fiske, and H. W. Renshaw. 1982.

Experimental subacute foal pneumonia induced by aerosol administration of Corynebacterium equi. Equine Vet. J. 14: 111-

116.

• Mbawuike, I. N., and H. B. Herscowitz. 1988. Role of activation in

alveolar macrophage-mediated suppression of the plaque-forming cell response. Infect. Immun. 56:577-581.

• McKenzie, R. A., and B. A. Donald. 1979. Lymphadenitis in cattle

associated with Corynebacterium equi: a problem in bovine tuberculosis diagnosis. J. Comp. Pathol. 89:31-38.

• Minnikin, D. E., M. Goodfellow, and M. D. Collins. 1978. Lipid

composition in the classification and identification of coryneform and related taxa, p. 84-160. In I. J. Bousfield and A. G. Calley

(ed.), Coryneform bacteria. Academic Press, Inc. (London), Ltd., London.

• Moitra, A. K. 1972. Incidence of Corynebacterium equi in bovine

pneumonic lungs. Indian Vet. J. 49:973-974.

• Muller, F., K. P. Schaal, A. von Graevenitz, L. von Moos, J. B. Woolcock, J. Wust, and A. F. Yassin. 1988. Characterization of

Rhodococcus equi-like bacterium isolated from a wound infection in a noncompromised host. J. Clin. Microbiol. 26:618-620.

• Murray, H. W. 1988. Interferon-gamma, the activated

macrophage, and host defense against microbial challenge. Ann.

Intern. Med. 108:595-608.

• Mutimer, M. D, J. B. Woolcock, and B. R. Sturgess. 1979.

Corynebacterium equi in human faeces. Med. J. Aust. 2:422.

• Mutimer, M. D., and J. B. Woolcock. 1981. Some problems

associated with the identification of Corynebacterium equi. Vet.

Microbiol. 6:331-338.

• Mutimer, M. D., and J. B. Woolcock. 1982. API ZYM for

identification of Corynebacterium equi. Zentralbl. Bakteriol. Parasitenkd. Infektionskr. Hyg. Abt. 1 Orig. Reihe C 3:410-415.

• Mutimer, M. D., and J. B. Woolcock. 1982. Experimental

Corynebacterium equi infection in mice. J. Reprod. Fertil. Suppl.

• Mutimer, M. D., and J. B. Woolcock. 1983. A note on hydrolytic

enzymes of Corynebacterium equi. J. Appl. Bacteriol. 55:367-369.

• Mutimer, M. D., J. F. Prescott, and J. B. Woolcock. 1982. Capsular

serotypes of Rhodococcus equi. Aust. Vet. J. 58:67-69.

• Nakazawa, M., C. Sugimoto, and Y. Isayama. 1983. Quantitative

culture of Rhodococcus equi from the feces of horse. Natl. Inst.

Anim. Health Q. Jpn. 23:67-68.

• Nakazawa, M., M. Haritani, C. Sugimoto, and Y. Isayama. 1983.

Virulence of Rhodococcus equi for mice. Jpn. J. Vet. Sci. 45:679-

682.

• Nakazawa, M., M. Kubo, C. Sugimoto, and Y. Isayama. 1983.

Serogrouping of Rhodococcus equi. Microbiol. Immunol. 27: 837-

846.

• Nakazawa, M., Y. Isayama, and M. Kashiwazaki. 1987. Diagnosis

of Rhodococcus equi infection in foals by the agar gel diffusion test with protein antigen. Vet. Microbiol. 15:105-113.

• Neave, R. M. S. 1951. An outbreak of ulcerative lymphangitis in

young heifers in Kenya. Vet. Rec. 63:185.

• Novak, R. M., E. L. Polisky, W. M. Janda, and C. R. Libertin. 1988.

Osteomyelitis caused by Rhodococcus equi in a renal transplant patient. Infection 16:186-188.

• Perdrizet, J. A., and D. W. Scott. 1987. Cellulitis and

subcutaneous abscesses caused by Rhodococcus equi infection in a foal. J. Am. Vet. Med. Assoc. 190:1559-1561.

• Pradip, I. S., A. D. Larson, and C. S. McClesky. 1966. Nutritional

factors affecting growth and pigmentation of Corynebacterium equi. Bacteriol. Proc. 1:20.

• Prescott, J. F. 1981. Capsular serotypes of Corynebacterium equi. Can. J. Comp. Med. 45:130-134.

• Prescott, J. F. 1981. The susceptibility of isolates of

Corynebacterium equi to antimicrobial drugs. J. Vet. Pharmacol.

Documenti correlati