DIPARTIMENTO DI SCIENZE VETERINARIE
Corso di Laurea Magistrale in Medicina Veterinaria
Tesi di laurea:
Variazione della pressione intraoculare durante la midriasi indotta
farmacologicamente negli uccelli rapaci
RELATORE:
Dottor Giovanni Barsotti
CORRELATORE:
Dottor Renato Ceccherelli
Anno accademico 2013/2014 CANDIDATA:
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Indice
Indice 1 Abstract 2 Premessa 3 1. Parte generale 41.1 Anatomia dell’occhio dei rapaci 4
1.2 Dinamica dell’umor acqueo negli uccelli 8
1.3 Metodiche di valutazione della IOP negli uccelli 12
1.4 Valori normali di IOP nei gheppi e nelle civette 15
1.5 Induzione della midriasi negli uccelli rapaci 16
1.6 Modificazione della IOP durante la midriasi nell’uomo e nei mammiferi 18
2. Esperienza personale 21
2.1 Introduzione e scopo dello studio 21
2.2 Materiali e metodi 21
2.3 Analisi statistica 27
2.4 Risultati 28
2.4.1 Tonometria ad applanazione 29
2.4.2 Tonometria rebound 31
2.4.3 Valutazione della ripetibilità dei due tonometri nelle civette 34 2.4.5 Valutazione della ripetibilità dei due tonometri nei gheppi 35
2.5 Discussione 36
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Abstract
Purpose: to assess the influence of mydriasis, induced with the neuromuscular blocking agent rocuronium bromide, on intraocular pressure (IOP) in raptors. Methods: 26 healthy adult raptors [13 European kestrels (Falco tinnunculus) and 13 little owls (Athene noctua)] were enrolled in the study. All animals underwent a complete ophthalmic examination. IOP was assessed by rebound tonometry (Tonovet®) and applanation tonometry (Tonopen® XL) and basal values were recorded before the administration of rocuronium bromide (T0). A single dose of 0.12 mg and 0.20 mg of rocuronium was topically applied in both eyes of kestrels and little owls, respectively. Thereafter, IOP was measured 30, 60 and 120 minutes post-administration (T1, T2 and T3) and at the time when a normal pupillary light response was reobtained (T4). A one-way analysis of variance for repeated measurements with a Bonferroni post hoc test was used to compare values recorded at T0 and subsequent time intervals within the observation timeframe. Results: no ocular abnormalities were observed. At T2 all animals showed a consistent mydriasis without the presence of any pupillary light reflex. With rebound tonometry in both kestrels and little owls IOP differed significantly between T0 (8.32±0.36 mmHg in kestrels; 8.21±0.20 mmHg in little owls) and all subsequent time periods (P<0.05). Average IOP tended to decrease during the period of pupil dilation, with lowest values at T2 in both groups (7.23±0.54 mmHg in kestrels; 5.80±0.40 mmHg in little owls). With applanation tonometry IOP differed significantly between T1 (11.30±0.51 mmHg) and T3 (10.05± 0.47 mmHg) only in little owls. Conclusions: the pharmacologic pupil dilation with topically applied rocuronium bromide produced a decrease in intraocular pressure of European kestrels and little owls, mainly evidenced by rebound tonometry. The rebound tonometry also showed to be more reliable and repeatable in the species tested, as compared with applanation tonometry.
Key words: rebound tonometry, applanation tonometry, IOP, midryasis, little owl, European kestrel. Riassunto
Obiettivo: valutare l’influenza della midriasi, indotta tramite il bloccante neuromuscolare rocuronio bromide, sulla pressione intraoculare (IOP) negli uccelli rapaci. Materiali e metodi: sono stati stati impiegati nello studio 26 uccelli rapaci adulti in buono stato di salute [13 gheppi (Falco tinnunculus) e 13 civette (Athena noctua)]. Tutti gli animali sono stati sottoposti a una visita oftalmologica completa. La IOP è stata valutata tramite tonometria rebound (Tonovet) e tonometria ad applanazione e i valori base sono stati registrati prima dell’applicazione del rocuronio bromide (T0). Una dose unica di 0.12 mg e 0.20 mg di rocuronio è stata istillata in entrambi gli occhi dei gheppi e delle civette. Dopodiché la IOP è stata misurata a 30, 60 e 120 minuti dalla somministrazione del rocuronio (T1, T2 e T3) e al momento della riacquisizione del riflesso fotomotore (T4). Il test ANOVA ad una via per misure ripetute con Bonferroni come post hoc è stato impiegato per confrontare i risultati ottenuti a T0 e i risultati ottenuti nei tempi successivi. Risultati: non sono state osservate anomalie a livello oculare. A T2 una midriasi soddisfacente senza PLR è stata registrata in tutti gli animali. Con la tonometria rebound è stata osservata, in entrambe le specie, una differenza significativa tra T0 (8.32±0.36 nei gheppi; 8.21±0.20 mmHg nelle civette) e i tempi di misurazione successivi (P<0.05). È stata rilevata una tendenza all’abbassamento della IOP media durante la midriasi, e i valori più bassi sono stati registrati a T2 in entrambi i gruppi (7.23±0.54 mmHg nei gheppi; 5.80±0.40 mmHg nelle civette). Con la tonometria ad applanazione è stata rilevata una differenza significativa tra T1 (11.30±0.51 mmHg) e T3 (10.05±0.47 mmHg) solo nelle civette. Conclusioni: la midriasi farmacologica ottenuta tramite l’applicazione di rocuronio bromide ha causato un abbassamento significativo nella pressione intraoculare dei gheppi e delle civette se valutata con la tonometria rebound. La tonometria rebound si è dimostrata di più facile impiego e più ripetibile nelle specie oggetto dello studio, se comparata con la tonometria ad applanazione.
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Premessa
Negli uccelli rapaci, così come nei mammiferi domestici, la pressione intraoculare (IOP) è determinata dalla quantità di umor acqueo presente nella camera anteriore dell’occhio.
La sua misurazione tramite la tonometria è importante per l’identificazione di patologie quali stati ipertensivi che, se non trattati, possono portare allo sviluppo del glaucoma. Tale patologia può causare danni a livello del nervo ottico e portare a cecità il soggetto colpito.
Inoltre la tonometria è fondamentale per rilevare e monitorare abbassamenti della pressione intraoculare sotto i valori soglia che si verificano in caso di uveite.
L’utilizzo di farmaci midriatici ad applicazione locale è una procedura frequente in campo oftalmologico al fine di ottenere una buona dilatazione pupillare non solo per poter osservare eventuali alterazioni del fundus oculi, ma anche in caso di chirurgia di rimozione della lente.
In molti studi condotti sui mammiferi domestici, in particolare sul cane e sul gatto, viene sconsigliata l’applicazione topica dei midriatici in soggetti glaucomatosi o a rischio di sviluppare glaucoma, in quanto responsabili di un innalzamento della pressione intraoculare.
Risultati analoghi sono stati riscontrati anche nell’uomo, dove la midriasi indotta tramite l’applicazione topica di midriatici sembrerebbe causare un aumento della IOP nei soggetti trattati.
Gli uccelli possiedono una muscolatura iridea prevalentemente striata, per tale motivo i farmaci midriatici parasimpaticolitici utilizzati normalmente nei mammiferi domestici e nell’uomo non sono efficaci nell’indurre dilatazione pupillare.
Pertanto negli uccelli per ottenere una midriasi soddisfacente si ricorre all’utilizzo di bloccanti neuromuscolari somministrati localmente tramite instillazione o tramite iniezione intracamerale, che causano rilassamento della muscolatura iridea.
Negli uccelli rapaci la modificazione della IOP, conseguente a induzione farmacologica della midriasi, ad oggi, non è mai stata oggetto di studio; si è ritenuto quindi importante conoscere l’eventuale variazione della pressione intraoculare al fine di una più corretta gestione delle specie rapaci a livello oftalmologico.
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1. PARTE GENERALE
1.1 Anatomia dell’occhio dei rapaci
Gli uccelli posseggono globi molto grandi in rapporto alle dimensioni del corpo ed un segmento posteriore molto più ampio rispetto a quello anteriore se comparato con i mammiferi e con i rettili.
Il globo può assumere una delle tre forme: piatta, globosa o tubolare 1,2,3 .
La forma piatta è la più comune negli uccelli, con un’asse anteroposteriore corto, una regione ciliare piatta o parzialmente concava ed un segmento posteriore emisferico. La forma globosa è caratteristica di molti uccelli diurni, tra cui rapaci diurni e corvidi; essa presenta una regione ciliare concava, che sporge oltre il segmento posteriore, permettendo una visione a distanza ad alta risoluzione (Figura 1).
La forma tubulare, caratteristica dei gufi, possiede una zona intermedia concava e allungata sull'asse anteroposteriore e si unisce al segmento posteriore con un angolo acuto (Figura 1).
La forma dei globi è data e mantenuta dalla cartilagine ialina sclerale e da 10-18 ossicini sclerali 1,2,3
.
La cartilagine ialina è situata nella sclera posteriore, mentre gli ossicini nella regione intermedia. Il globo è alloggiato in un’orbita ossea che è ampia, poco profonda, ed incompleta nella maggior parte delle specie. Un setto osseo sottile separa i due occhi.1,3 I muscoli extraoculari sono rudimentali e la mobilità dei globi è limitata, in confronto a quella dei mammiferi 1
.
Gli uccelli posseggono una palpebra inferiore, una palpebra superiore e la nittitante. La palpebra inferiore possiede un piatto tarsale ed è più mobile della superiore e permette di coprire la maggior parte della superficie oculare durante l’ammiccamento. Le ghiandole di Meibomio sono assenti. La palpebra nittitante è ben sviluppata,quasi trasparente e dotata di movimento attivo ad opera dei muscoli piramidale e quadrato, innervati dal VI paio dei nervi cranici. Sono presenti la ghiandola lacrimale nella porzione inferotemporale del globo e la ghiandola di Harder, che si trova vicino alla base della nittitante di cui però non fa parte 2
.
La cornea degli uccelli è istologicamente simile a quella dei mammiferi 2 .
L'iride è prevalentemente formata da muscolatura striata, anche se vi sono piccole quantità di muscolatura liscia e mioepitelio 1
5
Figura 1 Struttura anatomica del bulbo oculare del gheppio (Falco tinnunculus) e della
6
In uno studio condotto su alcuni esemplari di gufi (Bubo virginianus), è stato osservato che l’iride possiede tre distinte componenti contrattili circolari: un mioepitelio peripupillare, una banda circolare di muscolatura liscia ed una banda circolare più ampia di muscolatura striata. La componente radiale iridea è formata da un mioepitelio ben sviluppato e da qualche fibra striata sparsa 4
. Le modificazioni a carico della pupilla sono influenzate sia dalla stimolazione retinica, sia dalla muscolatura iridea, responsabile del controllo volontario della pupilla oltre che della mancata midriasi farmacologica ad opera di midriatici quali atropina o tropicamide 2
.
È possibile osservare una leggera anisocoria in soggetti non affetti da nessuna patologia oculare, e ciò viene considerato fisiologico 5
.
La vascolarizzazione iridea è sovrapponibile a quella presente in alcuni rettili (lucertole), con due arterie che penetrano nello stroma dell’ iride, a livello temporale e inferiore, decorrono lungo la circonferenza per poi formare un plesso capillare intorno allo sfintere pupillare. All’interno dello stroma dell’ iride si trova una grande quantità di pigmenti, responsabili delle varie colorazioni iridee nelle diverse specie 2
.
Vi è un riflesso pupillare diretto, anche se la sua interpretazione risulta problematica data la possibilità di controllo volontario della pupilla.
A causa della completa decussassione del nervo ottico, il riflesso pupillare consensuale è assente negli uccelli 1,2,3
.
L’angolo iridocorneale è ben sviluppato e drenato da due canalicoli anulari 2
. A livello dell’angolo iridocorneale è normalmente visibile, in alcuni rapaci, il legamento pettinato di colore giallo – bruno (Figura 2).
La lente degli uccelli è più morbida e più flessibile rispetto alle lenti dei mammiferi, per consentire una accomodazione più rapida ed è di forma relativamente sferica nelle specie notturne e appiattita anteriormente nelle specie diurne 3
.
Il corpo ciliare è composto da due parti: la pars plicata con i processi ciliari, responsabili della produzione dell’ umor acqueo, e la pars plana. All’interno dello stroma del corpo ciliare è situato il muscolo ciliare, responsabile del meccanismo di accomodazione della lente; tramite la sua contrazione è in grado di spostare i processi ciliari e di alterare il grado di tensione delle fibre zonulari. Negli uccelli esso è diviso in tre gruppi muscolari: il muscolo di Crampton, il muscolo di Müller ed il muscolo di Brücke. Questi muscoli sono striati e strutturalmente simili ai muscoli scheletrici, a differenza dei mammiferi, nei quali il muscolo ciliare è formato da fibre lisce, poco sviluppate e con scarsa capacità di accomodazione.2
7
Figura 2 Angolo iridocorneale di un gufo (A. Bayòn et al. Avian ophthalmology, 2007)
In uno studio condotto su galline di razza livornese (Gallus domesticus) è stata analizzata nel dettaglio l’architettura del muscolo ciliare e la funzione dei vari gruppi muscolari da cui è composto. Il gruppo anteriore (muscolo di Crampton) e il gruppo posteriore (muscolo di Brücke) si inseriscono nella sclera, intorno alla parete del canale di Schlemm e a livello dello stroma dei processi ciliari. Entrambi sono coinvolti nel meccanismo di accomodazione della lente e inoltre, il muscolo di Crampton, contraendosi, è in grado di appiattire la periferia della cornea. Il gruppo intermedio (muscolo di Müller), situato più vicino al corpo vitreo rispetto agli altri gruppi, presenta fibre radiali che si inseriscono al di sotto dell’endotelio della fessura ciliare e attraversano tale fessura. La presenza di queste fibre, data la loro inserzione, può partecipare al meccanismo di accomodazione ed essere coinvolta nel sistema di deflusso dell’umor acqueo 6
.
La retina è priva di tappeto, avascolare (anangiotica) ed è nutrita principalmente dalla coroide. Il pecten, struttura a forma di pettine altamente pigmentata e vascolarizzata, di dimensioni variabili nelle diverse specie (da alta e stretta a larga e bassa), appare coinvolto nella nutrizione degli strati più profondi della retina. Il disco ottico è allungato ed ovale ma raramente osservabile, essendo nascosto dal pecten che lo copre. Il corpo vitreo è ampio e trasparente 1,2,3
8
1.2 Dinamica dell’umor acqueo negli uccelli
L’umor acqueo è un liquido trasparente che riempie la camera anteriore, la pupilla e la camera posteriore. Esso viene prodotto dai processi del corpo ciliare e dopo essere stato rilasciato a livello della camera posteriore, passando attraverso la pupilla, entra in camera anteriore. Ha la funzione di nutrire la cornea e il cristallino e di rimuoverne i cataboliti; il suo drenaggio è affidato al trabecolato dell’angolo iridocorneale 2.
La pressione intraoculare viene determinata dall’ equilibrio idrodinamico tra produzione di umor acqueo da parte del corpo ciliare e il suo riassorbimento 2.
Non esistono, ad oggi, studi specifici che illustrino la dinamica dell’ umor acqueo nei rapaci, per questo motivo, per spiegarne il funzionamento, si fa riferimento a studi effettuati su altre specie di uccelli.
In uno studio condotto su polli (Gallus domesticus), piccioni (Columba livia) ed oche delle nevi (Chen caerulescens) sono state osservate la struttura e l’ultrastruttura del canale deputato al drenaggio dell’umor acqueo 7.
Come riportato dall’autore, nonostante vi siano delle strette similitudini sia a livello funzionale che a livello ultrastrutturale con il canale di Schlemm presente nell’uomo e nei primati, in questo studio e in altri 7,8,9, viene preferito l’utilizzo della dicitura plesso o seno acqueo angolare per indicare il canale deputato al drenaggio dell’umor acqueo. Al microscopio ottico è stato osservato che tale plesso, situato nel solco sclerale, ha un andamento circonferenziale sulla faccia interna del limbo.
In sezione trasversale (Figura 1) esso assume una forma ellittica. La parete anteriore (più esterna) del seno acqueo angolare è supportata da un sottile strato di tessuto sclerale e dall’inserzione anteriore del muscolo di Crampton, mentre la parete posteriore (più interna) è formata dall’endotelio trabecolare che si contrappone tra lo strato endoteliale del seno acqueo e il trabecolato.
Il lume del plesso appare vuoto al microscopio ottico e spesso si presenta diviso in due per la presenza di un’ arteria. Tuttavia l’arteria appare esterna al lume in quanto lo strato endoteliale del seno si continua al di sopra della sua avventizia.
La parete esterna del plesso angolare è in comunicazione diretta con il plesso venoso intrasclerale.
Al microscopio elettronico il plesso acqueo angolare appare rivestito da una membrana endoteliale monostratificata e le cellule che la costituiscono sono unite da zonulae
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occludentes. Inoltre, nello strato endoteliale, sono presenti dei vacuoli giganti, la cui
forma può variare da globosa ad oblunga, che sporgono in direzione del lume del seno. Al microscopio questi vacuoli appaiono vuoti ed è stato osservato che derivano da un processo di invaginazione della superficie delle cellule endoteliali e che, in alcuni casi, presentano due aperture, una basale e una luminale, andando così a costituire dei passaggi transcellulari.
Figura 1 Struttura dell’angolo iridocorneale dell’occhio di Gallus domesticus in sezione
trasversale al microscopio ottico: CS, corneosclera contenente il plesso venoso intrasclerale; SO, ossicini sclerali; C, muscolo di Crampton; B, muscolo di Brücke; M, muscolo di Müller; CB, pars plana del corpo ciliare; I, iride; CC, processi ciliari attraversati dal trabecolato; AS, seno acqueo angolare. (Tripathi RC, Tripathi BJ, The mechanism of aqueous outflow in birds. II. An ultrastructural study of perfused eyes. Experimental Eye Research. 1973).
Per capire la funzione dei vacuoli giganti ed il meccanismo di drenaggio dell’ umor acqueo dalla camera anteriore è stato condotto uno studio su sei esemplari di pollo (Gallus domesticus) 8.
A tale scopo è stato iniettato una sostanza tracciante all’interno della camera anteriore e osservata la sua distribuzione con l’uso di un microscopio elettronico. Gli autori hanno concluso che il rivestimento endoteliale del seno acqueo angolare crea una barriera per il drenaggio dell’elemento tracciante dalla camera anteriore. Tuttavia, dopo l’iniezione, è stata riportata la presenza della sostanza tracciante all’interno dei vacuoli giganti
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dell’endotelio e ciò fa supporre che in condizioni normali essi contengano l’umor acqueo proveniente dalla camera anteriore e che quindi rappresentino delle vie di passaggio transcellulari per l’umor acqueo fino al lume del plesso angolare (Figura 2). Sulla base di queste osservazioni è stato dedotto che, nonostante le divergenze sull’organizzazione morfologica della regione angolare tra le diverse specie, il meccanismo di deflusso dell’umor acqueo sia un processo del tutto simile a quello osservato nei primati e negli altri mammiferi 8,9.
Tramite il processo di vacuolizzazione endoteliale viene fornito, in qualsiasi momento, il numero di canali transcellulari necessario per il deflusso dell’umor acqueo 9.
Ciò nonostante, rispetto agli altri vertebrati, il seno acqueo angolare appare notevolmente più grande negli uccelli e l’endotelio che lo riveste appare privo di ondulazioni 7.
Figura 2 Microfotografia del seno acqueo angolare (AS) dell’occhio di Gallus
domesticus; le frecce nere indicano i vacuoli giganti prominenti sullo strato endoteliale;
TM, trabecolato; A, arteria; SL, foglietto sclerale; C, muscolo di Crampton. (Tripathi RC, Tripathi BJ, The mechanism of aqueous outflow in birds. II. An ultrastructural study of perfused eyes. Experimental Eye Research. 1973).
11
Probabilmente, come riportato da Lauber et al. (1970,1972), ciò è correlato ad un’elevata facilità di drenaggio dell’umor acqueo 10,11.
Inoltre, durante il processo di accomodazione della lente, che implica una diminuzione del volume della camera anteriore e un aumento della pressione sulle pareti del seno acqueo angolare, il collasso totale del plesso è scongiurato dalla presenza dell’ arteria all’interno del setto che divide in due il lume e dalla tensione esercitata sul trabecolato da parte dei muscoli di Müller e di Crampton 7.
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1.3 Metodiche di valutazione della IOP negli uccelli
Durante un’accurata e completa visita oculistica, la misurazione della IOP è di estrema importanza per poter diagnosticare patologie che determinano un cambiamento del suo valore normale, come ad esempio accade nel glaucoma e in caso di uveite.
Esistono due strumenti di uso comune per la misurazione della pressione intraoculare negli uccelli: Tonopen® XL e Tonovet® (Figura 1).
Tonopen® XL si basa sul metodo della tonometria ad applanazione ed il valore della IOP viene calcolato in base alla resistenza opposta dalla superficie oculare allo strumento. L’applicazione di un anestetico locale è necessaria prima di effettuare la misurazione, inoltre, è una metodica che non può essere usata nel caso in cui la cornea abbia un diametro inferiore ai 9mm 12.
Fino a qualche anno fa questo era l’unico metodo disponibile per misurare la pressione intraoculare durante le visite oculistiche di routine.
Tonovet® si basa sulla tecnica della tonometria a rimbalzo (rebound), secondo cui, la forza di decelerazione impressa all’asta del tonometro, che entra in contatto con la cornea, è correlata alla IOP. Questa metodica risulta essere meno invasiva rispetto al Tonopen® XL e non necessita di alcuna applicazione di anestetici prima del suo utilizzo. Inoltre Tonovet® può essere impostato su tre modalità diverse che adottano scale di calibrazione diverse: Tonovet-d per cane e gatto, Tonovet-h per il cavallo e Tonovet-P (not defined) per le altre specie. Dato che il dispositivo non dispone di una tabella di calibrazione specifica per i rapaci, in questi solitamente viene adottata la modalità Tonovet-P 13,14,15.
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Figura 1 I due tonometri: Tonopen® XL (sulla sinistra) e Tonovet® (sulla destra).
L’accuratezza di Tonopen® XL è stata osservata da Korbel e Braun (1999), confrontando i risultati ottenuti con un manometro e quelli ottenuti con Tonopen® XL, in uno studio comprendente una grande varietà di rapaci: poiane (Buteo buteo), sparvieri (Accipiter nisus), gheppi (Falco tinnunculus), falchi sacri (Falco cherrug), gufi comuni (Asio otus), barbagianni (Tyto alba) e altre specie. I risultati ottenuti dal confronto mostrano parametri più bassi rilevati con Tonopen® XL rispetto a quelli rilevati con il manometro, in un range di pressione fino a 10 mmHg; dopodiché, in un range di pressione più alto, Tonopen® XL tende a sovrastimare in maniera crescente il valore di IOP. Kobrel e Braun affermano che tale discordanza è dovuta parzialmente al fatto che Tonopen® XL è stato creato per essere usato in campo umano, e non tiene conto delle differenze nella curvatura, rigidità e durezza corneale che intercorrono tra le varie specie 12.
Anche l’accuratezza di Tonovet® è stata stimata tramite comparazione con un dispositivo manometrico 16 ed è stato osservato che, in alcune specie (Haliaeetus
albicilla, Accipiter gentilis, Buteo buteo), Tonovet® tende a sovrastimare in modo
crescente il valori della IOP rispetto al manometro, mentre negli sparvieri (Accipiter
nisus) i due metodi danno valori sovrapponibili, in una range di pressione da 5 mmHg a
14
aluco, Tyto alba, Asio otus) è risultato che Tonovet® sottostima in modo crescente i
valori del manometro, mano a mano che la IOP aumenta 16.
Se confrontati, i due tonometri Tonopen® XL e Tonovet®, forniscono valori medi differenti di IOP. Secondo alcuni autori Tonovet® riporterebbe valori più alti rispetto a Tonopen® 13,15, mentre per altri sarebbe il contrario 13,14.
In uno studio condotto su 10 gufi reali (Bubo bubo) sono stati confrontati i due strumenti. I risultati ottenuti con Tonovet® sono più alti rispetto a quelli ottenuti con Tonopen®, inoltre l’autore mette in evidenza come la tonometria rebound sia vantaggiosa in oftalmologia veterinaria, se confrontata ad altri tonometri, in quanto è un metodo pratico e veloce, che minimizza lo stress a cui vengono sottoposti gli uccelli rapaci durante la misurazione della IOP 15.
In un altro studio condotto sugli assioli (Megascops asio) è stata misurata la pressione intraoculare dei soggetti con Tonopen® XL e con Tonovet® impostato sia sulla modalità Tonovet-d sia su Tonovet-P. I valori medi della IOP sono risultati variare non solo in base allo strumento ma, per quel che riguarda la tonometria rebound, anche in base alla modalità scelta, risultando più elevati con Tonovet-d (14±2.4 mmHg) e con Tonopen® XL (11±1.9 mmHg), e più bassi a Tonovet-P (9±1.8 mmHg) 13.
Stesse considerazioni sono riportate da Labelle (2012) circa i valori ottenuti con Tonovet® impostato su modalità Tonovet-P, che risulterebbero inferiori a quelli ottenuti con Tonopen® XL, in sette specie rapaci differenti 14.
Lo spessore corneale gioca un ruolo chiave nella tonometria rebound; all’aumentare dello spessore della cornea, infatti, si innalzano di pari passo i valori della IOP. Questa relazione è stata dimostrata nel pollo 17 e in alcune specie di rapaci 18.
Nei gheppi (Falco tinnunculus) e nei gufi, i valori di IOP ottenuti con Tonovet® risultano più bassi rispetto ai rapaci appartenenti alla famiglia degli Accipritidi e ciò sarebbe dovuto ad un diverso spessore corneale, più sottile nei falchi e nei gufi 18.
15
1.4 Valori normali di IOP nei gheppi e nelle civette
I valori della pressione intraoculare negli uccelli rapaci differiscono da una specie all’altra, come riportato in diversi studi 12,14,19,20,21,22, e ciò è dovuto alla diversità nella dimensione e nella forma degli occhi 19, e al diverso grado di spessore e di curvatura della cornea 12,19.
Per quanto concerne le specie di interesse di questo studio ovvero il gheppio comune (Falco tinnunculus) e la civetta (Athena noctua), in letteratura vengono riferiti range di pressione intraoculare ottenuti sia con tonometria ad applanazione (Tonopen® XL) sia tramite tonometria rebound (Tonovet®).
Per quel che riguarda la tonometria ad applanazione il valore medio±SD della IOP nei gheppi (Falco tinnunculus) è 8.53±1.59 mmHg, mentre per le civette (Athena noctua) è 9.83±3.41 mmHg. Quest’ultimo è anche l’unico valore di riferimento della IOP presente in letteratura riguardante le civette 20.
Valori della IOP con tonometria ad applanazione vengono riportati anche da Korbel e Braun (1999) sia per esemplari giovani di gheppio, 9.2±1.5 mmHg, sia per soggetti adulti, 13.7±1.6 mmHg 12.
In un altro studio ancora, condotto sulle differenze a livello oculare tra specie rapaci diurne e notturne, vengono riferiti valori diversi ottenuti con Tonopen® XL sui gheppi: 11.9±3.3 mmHg 21.
L’unico dato riportato in letteratura circa il range di riferimento della IOP dei gheppi ottenuto con Tonovet® risulta essere 9.8±2.5 mmHg. Tale valore è stato ottenuto nel corso di uno studio effettuato su dieci specie di rapaci, dove la misurazione della pressione intraoculare è stata eseguita su ciascun rapace (237 totali) sia in decubito dorsale, sia in posizione verticale. Tuttavia nei gheppi non è stata registrata alcuna differenza significativa dei valori di IOP nelle due differenti posizioni 22.
In fine, in uno studio più recente, è stata valutata la IOP nei gheppi americani (Falco
sparverius), simili ai gheppi europei (Falco tinnunculus), sia con l’uso di Tonopen® XL
sia con Tonovet®. I valori riportati sono 8.5±4.4 mmHg con Tonopen® XL e 6.8±1.7 mmHg con Tonovet® 14.
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1.5 Induzione della midriasi negli uccelli rapaci
L’iride dei rapaci è composta prevalentemente da muscolatura striata 4; per questo motivo la midriasi può essere indotta solamente tramite l’utilizzo di bloccanti neuromuscolari, al contrario dei mammiferi in cui la dilatazione pupillare viene indotta tramite l’uso di farmaci parasimpaticolitici come atropina, tropicamide e ciclopentolato. I bloccanti neuromuscolari maggiormente utilizzati negli uccelli per indurre rilassamento della muscolatura iridea sono i curaromimetici. Essi bloccano la trasmissione neuromuscolare agendo da antagonisti e impedendo all’acetilcolina di legarsi ai recettori.
In passato, al fine di provocare midriasi negli uccelli, veniva utilizzata D- tubocurarina, sia tramite applicazione topica 23,24,25,26 sia tramite iniezione intracamerale 4,23.
Un esempio, per quanto riguarda i rapaci, è rappresentato da uno studio condotto su alcuni esemplari di gufo (Bubo virginianus), dove, al fine di indagare sulla muscolatura iridea, è stata iniettata in camera anteriore D-tubocurarina per indurre midriasi 4.
Murphy (1987) riferisce l’inefficacia dell’ instillazione topica di una soluzione acquosa a base di D-tubocurarina per indurre midriasi negli uccelli rapaci. Pertanto l’autore riporta che, anche se possiede scarsa praticità durante le visite oculistiche di routine ed è possibile che si manifestino effetti collaterali sistemici, il metodo dell’iniezione intracamerale di D-tubocurarina è efficace nell’indurre midriasi al contrario dell’applicazione locale 23.
In accordo con Murphy (1987), anche altri autori riportano, in altre specie di uccelli, l’inefficacia dell’applicazione topica di D-tubocurarina come metodo per indurre dilatazione pupillare, come è stato dimostrato nei piccioni 24 e nei pappagalli 25.
Secondo altri autori, la D-tubocurarina sarebbe inefficace solo se somministrata in forma acquosa, mentre risulterebbe piuttosto efficiente se usata localmente in soluzione con benzalconio cloruro (3 mg di D-tubocurarina in 1 ml di benzalconio cloruro) 26. In uno studio condotto su alcuni esemplari di gheppio (Falco tinnunculus) è stata confrontata l’efficacia di tre sostanze curariformi nell’indurre midriasi in tale specie. I farmaci utilizzati sono stati il pancuronio bromide, il vecuronio bromide e l’alcuronio cloride. Tutti e tre sono stati instillati singolarmente in un solo occhio di ciascun esemplare, e il controlaterale è stato usato come controllo.
Nel caso del pancuronio bromide è stato rilevato che l’effetto midriatico è stato di breve durata e molti uccelli non hanno raggiunto un diametro pupillare di 6.0 mm. Con l’uso
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dell’alcuronio bromide è stata raggiunto una midriasi completa per circa tre ore, tuttavia sono stati rilevati alcuni effetti collaterali come la paralisi delle palpebre inferiori, del collo e degli arti posteriori.
Il vecuronio bromide si è dimostrato un efficace midriatico, inducendo una dilatazione pupillare con una durata di circa un’ora e non sono stati notati effetti collaterali. La dose di vecuronio bromide (5mg/ml) risultata efficace è stata di due gocce in un solo occhio con tre applicazioni ripetute nel tempo a distanza di 15 minuti l’una dall’altra, per un totale di 1.2 mg 27.
Recentemente è stato condotto uno studio su alcuni esemplari di allocco (Strix aluco) nei quali sono stati utilizzati due diversi protocolli per indurre la midriasi. Al primo gruppo di allocchi è stata somministrata una singola dose per via topica di 0.35 mg di rocuronio bromide (un derivato del vecuronio bromide) in un solo occhio, mentre al secondo gruppo due dosi da 0.35 mg di rocuronio bromide, per un totale di 0.70 mg nell’occhio trattato. La conclusione è stata che una singola dose di 0.35 mg di rocuronio bromide applicata per via topica è risultata essere sufficiente per indurre una midriasi tale da permettere un esame completo del fondo oculare 28.
Il rocuronio bromide è stato utilizzato anche nelle poiane (Buteo buteo) e nelle civette (Athena noctua) sempre al fine di ottenere un effetto midriatico. In entrambe le specie è stato somministrato per via topica ma, al contrario degli studi precedenti, l’applicazione questa volta è stata eseguita in entrambi gli occhi. Nelle civette la dose utilizzata è stata di 0.20 mg in ogni occhio mentre per le poiane di 0.40 mg. Anche in questo caso è stato concluso che una singola applicazione di rocuronio bromide è sufficiente per ottenere una completa midriasi in entrambi gli occhi 29.
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1.6 Modificazione della IOP durante la midriasi nell’uomo e nei mammiferi
Negli uccelli, e in particolare nei rapaci, non sono riportati in letteratura studi sui cambiamenti della IOP dopo la somministrazione di un farmaco midriatico.
In mancanza di tali informazioni, è stato quindi necessario riferirci a studi condotti in campo umano e su alcune specie di mammiferi domestici, dove la correlazione tra induzione farmacologica della midriasi e cambiamenti della IOP è stata oggetto di interesse di numerosi autori.
Per quanto riguarda l’uomo, è stato condotto uno studio su 32 soggetti, utilizzando come midriatici Fenilefrina al 2.5% e Tropicamide all’ 1%; è stato osservato un aumento significativo della pressione intraoculare di 1.85 ± 2.01 mmHg dopo aver indotto la midriasi, e tale aumento è rimasto significativo fino a 4-6 ore dopo la dilatazione pupillare. Per comprendere la causa dell’aumento della pressione intraoculare, sono stati osservati la torbidità dell’umor acqueo e l’ampiezza dell’angolo iridocorneale prima e dopo la midriasi. È stato dimostrato che l’angolo iridocorneale diventa più ampio dopo la dilatazione pupillare, ma invece di avere come conseguenza un aumento del drenaggio dell’umor acqueo, è stata registrato un aumento della IOP. La torbidità dell’umor acqueo tende a diminuire dopo 30 minuti dall’applicazione del midriatico e rimane bassa anche durante la midriasi. È possibile, come spiega l’autore, che si abbia un incremento della torbidità subito dopo l’applicazione del midriatico, dovuto alla liberazione di pigmenti iridei o di proteine, e poi un successivo decremento dovuto al loro accumulo nell’angolo iridocorneale. Ciò causerebbe l’aumento della pressione intraoculare, in quanto tali pigmenti determinerebbero un ostacolo al deflusso dell’umor acqueo da parte del sistema trabecolare 30.
La liberazione del pigmento irideo nella camera anteriore e la conseguente ostruzione del trabecolato sono stati osservati anche in altri studi come possibili meccanismi responsabili dell’aumento della IOP 33,34,35.
Secondo altri autori, l’aumento dei valori della IOP, dopo l’uso di midriatici, sarebbe da imputare ad una diminuzione del deflusso dell’umor acqueo dovuta alla riduzione della trazione sul trabecolato a causa della paralisi del muscolo ciliare indotta dai farmaci parasimpaticolitici 31,32.
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In uno studio condotto su 70 gatti sani, dopo l’applicazione topica di tropicamide allo 0.5% è stato notato un aumento significativo della pressione intraoculare non solo nell’occhio trattato, ma anche nel controlaterale non trattato. L’autore suggerisce come possibile spiegazione di questo fenomeno, un probabile effetto sistemico della tropicamide 36.
In un altro studio sui gatti, è stato registrato l’aumento della IOP in tre diversi gruppi di gatti trattati rispettivamente con atropina all’1%, ciclopentolato all’1% e tropicamide allo 0.5%. Due sono le possibili cause di questo incremento secondo l’autore: un’ostruzione meccanica dell’angolo iridocorneale dopo la dilatazione pupillare, oppure un aumento della resistenza al deflusso dell’umor acqueo dovuto al rilassamento del muscolo ciliare.
La sola ostruzione meccanica dell’angolo iridocorneale, non è però sufficiente a spiegare tale aumento, dato che la dilatazione della pupilla dura più a lungo dell’aumento della IOP. Pertanto viene accolta come altra possibile causa il rilassamento del muscolo ciliare; la perdita di tono da parte del muscolo ciliare comporterebbe una minor trazione sul trabecolato e quindi una riduzione della capacità di deflusso dell’ umor acqueo 37.
In un altro studio, più recente, dopo l’applicazione topica di tropicamide allo 0.5 % in gatti sani è stato osservato un aumento della IOP in tutti i soggetti dopo 3 ore dalla somministrazione. Anche qui, l’autore riporta come possibili spiegazioni le stesse ipotizzate per gli studi precedenti 38.
Nel cane è stato osservato come la somministrazione topica di tropicamide allo 0.5% influenzi in maniera diversa i valori della pressione intraoculare in razze differenti (English Cocker Spaniel, Siberian Husky e Golden Retriever). Il 60% dei cani ha mostrato un aumento dei valori normali di IOP di 5 mmHg o meno. Nel Siberian Husky, dopo l’applicazione di tropicamide, si sono registrati i valori più alti di IOP rispetto alle altre razze 39.
In un altro studio, molto recente, è stato utilizzata atropina topica all’1% per indurre midriasi in un gruppo di 10 cani di razze diverse (Golden Retriever, Boxer, Staffordshire Bull Terrier, Dachshund) e anche in questo caso è stato riportato un aumento significativo della IOP del 14.5 % nell’occhio trattato. Nessun aumento della IOP è stato registrato nell’occhio controlaterale non trattato. Tuttavia gli autori riportano come, ad oggi, siano necessarie ulteriori ricerche per definire più chiaramente
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il meccanismo di influenza dell’atropina sulla produzione di umor acqueo e sul suo deflusso nel cane 40.
Nel cavallo, a differenza degli altri mammiferi domestici, vi sono pareri contrastanti sull’effetto dei midriatici sulla IOP. Le informazioni disponibili riguardo al deflusso dell’umor acqueo nel cavallo suggeriscono che l’atropina potrebbe ridurre la pressione intraoculare aumentando il deflusso uveosclerale 41.
Herring et al. (2000), in uno studio condotto su cavalli sani, hanno riportato un abbassamento dell’11.2% dei valori di pressione sull’occhio trattato con atropina all’1% rispetto all’occhio controlaterale non trattato. La causa di tale diminuzione rimane però sconosciuta. Tuttavia gli autori suggeriscono di utilizzare con cautela l’atropina per via topica nel trattamento del glaucoma in questa specie in quanto viene riportato che 1 soggetto degli 11 cavalli utilizzati in questo studio ha riportato un aumento della IOP nell’occhio trattato con atropina 42. Alcuni studi, infatti, hanno riferito un aumento della IOP conseguente a somministrazione di atropina topica in cavalli affetti da glaucoma 43.
Al contrario, altri autori riferiscono che la somministrazione dell’ atropina all’ 1% nel cavallo non dia nessun cambiamento significativo della IOP 44.
In fine, in uno studio molto recente condotto sulle pecore, non sono stati riscontrati aumenti dei valori della pressione intraoculare dopo l’induzione della midriasi tramite applicazione topica atropina allo 0.5%, né tramite applicazione di tropicamide allo 0.5%, né tantomeno con l’istillazione di omatropina all’1% 45.
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2. ESPERIENZA PERSONALE
2.1 Introduzione e scopo dello studio
La misurazione della pressione intraoculare e la valutazione del fondo oculare, con l’ausilio dei farmaci midriatici, sono tappe indispensabili durante le visite oculistiche di routine, sia a scopo diagnostico, sia per il monitoraggio delle patologie oftalmiche. L’induzione farmacologica della midriasi trova applicazione anche nell’esecuzione di interventi chirurgici di estrazione della lente catarattosa.
Lo scopo di questo studio è stato quello di valutare se l’applicazione topica del bloccante neuromuscolare rocuronio bromide possa causare variazioni della pressione intraoculare nelle specie rapaci gheppio (Falco tinnunculus) e civetta (Athena noctua). Inoltre un ulteriore scopo è stato quello di confrontare i due tonometri Tonopen® XL e Tonovet®, utilizzati per rilevare la IOP negli esemplari oggetto dello studio, in termini di affidabilità, ripetibilità e maneggevolezza nella misurazione della pressione intraoculare.
2.2 Materiali e metodi
In questo studio sono stati impiegati 13 esemplari adulti di gheppio (Falco tinnunculus) e 13 esemplari adulti di civette (Athena noctua), per un totale di 26 rapaci (Figura 1). I soggetti, ospitati nel Centro di Recupero Uccelli Marini e Acquatici (C.R.U.M.A.) di Livorno, sono stati prelevati e condotti presso l’Ospedale Didattico Veterinario Mario Modenato di San Piero a Grado dell’Università di Pisa, per escludere, tramite una visita oculistica, la presenza di lesioni oftalmiche prima del loro rilascio in natura.
Tutti gli esemplari che presentavano una qualsiasi patologia, sia a livello oculare sia a livello sistemico, sono stati esclusi dallo studio per evitare che tali malattie potessero compromettere l’induzione della midriasi e alterare i valori della pressione intraoculare. L’approvazione a condurre tale studio è stata rilasciata dal Comitato Etico sulla Sperimentazione Animale (D.Lgs.vo 116/92).
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Figura 1 Civetta (Athena noctua) e Gheppio (Falco tinnunculus).
I soggetti sono stati esaminati uno per volta e contenuti manualmente cercando di evitare, per quanto possibile, stress inutili durante la visita.
Gli occhi e la regione perioculare sono stati esaminati con luce normale per escludere la presenza di lesioni oculari. Gli annessi oculari e il segmento anteriore sono stati valutati tramite l’utilizzo di una lampada a fessura (Kowa SL-14; Kowa Company,Tokyo, Japan).
Per la misurazione della pressione intraoculare sono state utilizzate due metodiche: la tonometria rebound (Tonovet®; Icare, Helsinki, Finland) e la tonometria ad applanazione (Tonopen® XL; Mentor, Norwell, MA, USA), previa applicazione topica di ossibuprocaina cloridrato allo 0.4% (Novesina®; NOVARTIS FARMA SpA, Origgio, Varese, Italia).
Tonovet® è stato impostato su modalità Tonovet-P (not defined), per specie diverse da cane, gatto e cavallo.
La misurazione della IOP tramite tonometria rebound (Figura 4) ha sempre preceduto, in ogni tempo, la misurazione con la tonometria ad applanazione (Figura 5).
La midriasi è stata ottenuta utilizzando il bloccante neuromuscolare rocuronio bromide (Esmeron®; Organon Italia S.p.a., Roma, Italia) che è stato somministrato localmente (Figura 2) a entrambi gli occhi di ciascun soggetto tramite l’impiego di una pipetta meccanica (Pipetman 0-999 mcL; Gilson, Francia).
23
Figura 2 Somministrazione del rocuronio bromide in una civetta.
Sono state effettuate cinque misurazioni consecutive della IOP sia con Tonovet® sia con Tonopen® XL durante tutto l’arco della mattinata a partire dalle ore 8:00 del mattino fino alle ore 16:00.
Le misurazioni sono state effettuate contenendo gli animali in posizione verticale (Figura 3) e tra una misurazione e l’altra gli uccelli sono stati riposti singolarmente in scatole di cartone per ridurre al minimo lo stress e per evitare che potessero arrecarsi danno alle ali e al becco.
La prima misurazione a T0 è stata eseguita innanzi la somministrazione del midriatico.
La seconda (T1) a distanza di 30 minuti dalla prima, previa istillazione in ciascun occhio delle civette di 0.20 mg di rocuronio bromide (per un totale di 0.40 mg/civetta) e in ciascun occhio dei gheppi di 0.12 mg di rocuronio bromide (per un totale di 0.24 mg/gheppio).
La terza misurazione (T2) è stata condotta a distanza di 60 minuti dalla prima misurazione.
La quarta (T3) a distanza di 120 minuti dalla prima misurazione.
La quinta ed ultima misurazione (T4) è stata eseguita quando i soggetti hanno riacquistato il riflesso fotomotore.
24
Figura 3 Contenimento di un gheppio in posizione verticale durante le misurazioni.
La misurazione della IOP è stata eseguita sugli stessi soggetti, impiegati in un altro momento come casi controllo, con l’utilizzo di Tonovet® ma senza l’applicazione del midriatico, per escludere la presenza di fluttuazioni fisiologiche della pressione intraoculare nell’arco della mattinata e nel primo pomeriggio (ore 8:00-16:00).
La valutazione del riflesso fotomotore è stata condotta tramite l’utilizzo di una lampada a fessura (Kowa SL-14, Kowa Company, Tokyo, Japan); l’intensità selezionata della lampada a fessura è stata di ¼, e la distanza approssimativa dall’occhio di 30 cm circa (Figura 6).
25
Figura 4 Misurazione della IOP in una civetta tramite Tonovet®.
26
Figura 6 Valutazione del riflesso fotomotore (PLR) in una civetta.
Gli uccelli sono stati costantemente monitorati per escludere l’insorgenza di effetti collaterali locali come lacrimazione, blefarospasmo, iperemia congiuntivale e chemosi, e sistemici come paralisi degli arti posteriori, del collo, delle ali e delle palpebre, e per accertarsi che nessun soggetto presentasse compromissioni a livello respiratorio.
27
2.3 Analisi statistica
I dati raccolti sono stati analizzati tramite i software commerciale Graph Pad Prism4® (San Diego, CA, USA) e MedCalc® (MedCalc Software, Ostend, Belgio).
In ogni tempo sono state registrate tre misurazioni sia per l’occhio destro che per l’occhio sinistro di ciascun animale, dopodiché è stata eseguita una media matematica in modo da ottenere un solo valore per occhio.
È stato eseguito un test t-student per dati appaiati tra i risultati ottenuti sugli occhi destri e quelli ottenuti sugli occhi sinistri dopodiché è stato scelto di effettuare una media aritmetica tra il valore della IOP dell’occhio destro e occhio sinistro di ogni rapace, in modo che, a ciascun soggetto, corrispondesse un solo valore di pressione intraoculare in ogni tempo di misurazione.
I dati sono stati riportati come medie aritmetiche ± SEM (Standard Error of the Mean) e la loro distribuzione è stata valutata tramite il D’Agostino-Pearson test.
L’analisi della varianza ad una via ANOVA per dati ripetuti è stata impiegata per verificare se vi fossero differenze significative nei valori della IOP, ottenuti con Tonovet® e con Tonopen® XL, nei vari tempi di misurazione, sia nei soggetti trattati con rocuronio bromide, sia nei soggetti usati come controllo. È stato adottato il metodo Bonferroni come post hoc. Dove P ha assunto un valore <0,05 la differenza tra le medie nei tempi a confronto è stata considerata significativa.
Per verificare il grado di ripetibilità di ciascun tonometro è stato scelto di effettuare l’analisi della varianza tramite il test within-subjects ANOVA, utilizzando i valori di IOP ottenuti a T0 per entrambe le specie.
28
2.4 Risultati
La distribuzione dei dati è stata valutata normale tramite il D’Agostino-Pearson test. A 30 minuti dall’ applicazione del midriatico tutte le civette hanno raggiunto la midriasi massima, in alcuni esemplari di gheppio a 30 minuti dall’applicazione è stato rilevata la persistenza di un leggero riflesso fotomotore, tuttavia a distanza di 60 minuti (T2) in tutti i soggetti è stata registrata una dilatazione pupillare massima.
La riacquisizione del riflesso fotomotore è avvenuta, per quel che riguarda le civette, a 344.87±18.15 minuti da T0 (media matematica±SEM) con una deviazione standard di 51.34 minuti e una mediana di 345 minuti, ed un range compreso tra un minimo di 290 minuti ed un massimo di 415 minuti.
Nei gheppi il riflesso fotomotore è ricomparso a 284.44±14.54 minuti da T0 (media matematica±SEM) con una deviazione standard di 43.62 minuti e una mediana di 285 minuti, in un range compreso tra un minimo di 220 minuti e un massimo di 360 minuti. Il test t-student per dati appaiati tra la IOP degli occhi destri e la IOP degli occhi sinistri sia delle civette che dei gheppi non ha evidenziato alcuna differenza significativa tra i due occhi.
29
2.4.1 Tonometria ad applanazione
La IOP media±SEM nelle civette ottenuta con Tonopen® a T0, T1, T2, T3, T4 è risultata rispettivamente 11.55±0.47, 11.30± 0.51, 11.43±0.58, 10.05±0.47, 10.63±0.64 mmHg.
Nei gheppi la IOP media±SEM a T0, T1, T2, T3, T4, è risultata rispettivamente 12.28±0.36, 12.46±0.19, 11.64±0.30, 11.84±0.35, 11.82±0.26 mmHg.
Con l’analisi della varianza ad una Via ANOVA per dati ripetuti è stato verificato che, per quanto riguarda le civette, vi è una differenza significativa tra la media dei valori di IOP ottenuta in T1 e quella in T3 (Grafico 1). Tuttavia, sebbene il trend mostri una diminuzione significativa della IOP in T3 rispetto a T1, solo 7 esemplari su 13 hanno dimostrato tale riduzione.
Sempre con ANOVA sono stati confrontati anche i dati relativi alla pressione intraoculare dei gheppi, ed è risultata non esserci alcuna differenza significativa tra i vari tempi di misurazione (Grafico 2).
30
Grafico 1 Valori di IOP delle civette nei vari tempi di misurazione con Tonopen®.
Grafico 2 Valori di IOP dei gheppi nei vari tempi di misurazione con Tonopen®.
* differenza statisticamente
significativa da T1
31
2.4.2 Tonometria rebound
La IOP media±SEM nei civette ottenuta con Tonovet® a T0, T1, T2, T3, T4, è risultata rispettivamente 8.21±0.20, 6.25±0.32, 5.80±0.40, 6.01±0.35, 6.98±0.32 mmHg.
Nei gheppi la IOP media±SEM a T0, T1, T2, T3, T4, risulta rispettivamente 8.32±0.36, 8.05±0.33, 7.23±0.54, 7.53±0.43, 7.63±0.40 mmHg.
Con l’analisi della varianza ad una Via ANOVA per dati ripetuti è stato verificato che, per quanto riguarda le civette trattate con rocuronio bromide, vi è una differenza significativa tra la media dei valori di IOP ottenuta in T0 e quella in T1, tra T0 e T2 e tra T0 e T3; inoltre, anche tra T2 e T4 è risultata esserci una differenza statisticamente significativa (Grafico 3).
In sostanza si può osservare nel Grafico 3 che la IOP nelle civette tende ad abbassarsi tra T0 e T1, raggiungendo il valore minimo a T2 e mantenendosi bassa a T3, per poi rialzarsi significativamente con la riacquisizione del riflesso fotomotore a T4. Tuttavia ciò si è verificato in 11 esemplari su 13, mentre in 2 esemplari la pressione intraoculare è rimasta pressoché invariata da T0.
Per quanto riguarda le civette utilizzate come casi controllo (senza applicazione del midriatico) non si è registrata nessuna differenza significativa nei vari tempi di misurazione (Grafico 4).
Sempre con ANOVA sono stati confrontati anche i dati relativi alla pressione intraoculare dei gheppi trattati con rocuronio bromide, ed è risultata esserci una differenza significativa tra T0 e T2, tra T0 e T3, tra T0 e T4 e tra T1 e T2 (Grafico 5). Anche per quel che riguarda i gheppi, non in tutti i soggetti è stata registrata una tale variazione, ma solo in 6 esemplari su 13; nei 7 gheppi rimanenti il valore della IOP è rimasto pressoché inalterato da T0.
Per quanto riguarda i soggetti utilizzati come casi controllo (senza applicazione del midriatico), nei gheppi non si è registrata nessuna differenza statisticamente significativa della IOP nei vari tempi di misurazione (Grafico 6).
32
Grafico 3 Valori di IOP delle civette, trattate con rocuronio bromide, nei vari tempi di
misurazione con Tonovet®.
Grafico 4Confronto tra il gruppo di civette trattato con rocuronio bromide (rosso) e il gruppo di controllo (verde).
* differenza statisticamente significativa da T0 # differenza statisticamente significativa da T2 * * *
* * differenza significativa con il
gruppo di controllo
*
* *
33
Grafico 5 Valori di IOP dei gheppi, trattati con rocuronio bromide, nei vari tempi di
misurazione con Tonovet®.
Grafico 6 Confronto tra il gruppo di gheppi trattato con rocuronio bromide (blu) e il
gruppo di controllo (verde).
* differenza statisticamente
significativa da T0
# differenza statisticamente
significativa da T1
* * *
* differenza significativa con il gruppo
di controllo
* *
* #
34
2.4.3 Valutazione della ripetibilità dei due tonometri sulle civette
Tramite il test within-subjects ANOVA la varianza within-subjects (sw²) è risultata per Tonopen® XL 3.929 mentre per Tonovet® 0.347; inoltre la deviazione standard within-subjects (sw) ottenuta è stata di 1.98 mmHg per Tonopen e 0.58 mmHg per Tonovet (Grafici 7 e 8).
Grafico 7 Deviazioni standard delle misurazioni effettuate sulle singole civette a T0
con Tonopen® XL.
Grafico 8 Deviazioni standard delle misurazioni effettuate sulle singole civette a T0
con Tonovet®.
Misurazioni ripetute Tonopen
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 civette m m H g
I II III IV V VI VII VIII IX X XI XII XIII
Misurazioni ripetute Tonovet
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 civette m m H g
35
2.4.4 Valutazione della ripetibilità dei due tonometri sui gheppi
Tramite il test within-subjects ANOVA la varianza within-subjects (sw²) è risultata per Tonopen® XL 3.206 mentre per Tonovet® 0.671; inoltre la deviazione standard within-subjects (sw) ottenuta è stata di 1.788 mmHg per Tonopen® XL e 0.819 mmHg per Tonovet® (Grafici 9 e 10).
Grafico 9 Deviazioni standard delle misurazioni effettuate sui singoli gheppi a T0 con
Tonopen® XL.
Grafico 10 Deviazioni standard delle misurazioni effettuate sui singoli gheppi a T0 con
Tonovet®.
Misurazioni ripetute Tonopen
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 gheppi m m H g
I II III IV V VI VII VIII IX X XI XII XIII
Misurazioni ripetute Tonovet
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 gheppi m m H g
36
2.5 Discussione
I risultati del nostro studio hanno suggerito che l’applicazione topica di rocuronio bromide non causa, in nessun esemplare trattato, un aumento della pressione intraoculare.
Inoltre, come ha mostrato il confronto tra i soggetti trattati e i soggetti usati come controllo, l’induzione della midriasi sembrerebbe determinare una diminuzione dei valori medi della IOP nelle due specie.
In 11 esemplari di civette su 13 (84.61%) e in 6 esemplari di gheppio su 13 (46.15%) Tonovet® ha registrato un abbassamento della IOP particolarmente evidente a T2, mentre Tonopen® XL ha misurato un abbassamento della pressione intraoculare in 7 civette su 13 (53,85%) a T3 e nessun abbassamento significativo nei gheppi; negli esemplari in cui non è stata registrata una diminuzione significativa della IOP, la pressione intraoculare è rimasta pressoché invariata.
Alla luce di ciò si può concludere che Tonovet® ha percepito maggiori modificazioni nella IOP rispetto a Tonopen® XL, dimostrandosi uno strumento più sensibile in entrambe le specie.
Volendo fare un confronto con alcuni mammiferi domestici, nei quali la modificazione della IOP durante midriasi farmacologia è stata valutata con alcuni farmaci midriatici che agiscono sul sistema nervoso autonomo, nessuna modificazione della IOP viene riportata in letteratura sia nel cavallo dopo l’induzione della midriasi tramite l’applicazione topica di atropina al 1% 42,44 sia, in studi più recenti, nella pecora con l’utilizzo di vari midriatici parasimpaticolitici o simpaticomimetici 45.
In queste due specie di mammiferi, infatti, non è stata riscontrata nessun aumento significativo dei valori della IOP nei soggetti trattati. Inoltre in uno studio condotto su alcuni esemplari di cavalli è stata riportata una piccola ma significativa diminuzione della pressione intraoculare dopo l’istillazione di atropina all’1%; tuttavia in un cavallo degli 11 utilizzati in tale studio è stato registrato un aumento del valore della IOP 44. Al contrario nel cane, nel gatto e nell’uomo l’induzione farmacologica della midriasi è responsabile di un aumento significativo della pressione intraoculare e quindi viene caldamente sconsigliata nei pazienti affetti da glaucoma 30,31, 36-40
Il glaucoma nei rapaci è, nella quasi totalità dei casi, un fenomeno secondario che insorge spesso come conseguenza di eventi traumatici o infiammatori 1,46,47.
37
Il glaucoma primario, invece, è un evento molto raro e, ad oggi, in letteratura viene riportato un solo caso di sospetta insorgenza primaria in un esemplare di gufo (Bubo
virginianus) in cui viene descritta la presenza di una displasia bilaterale dell’angolo
iridocorneale 48.
Per quanto riguarda la midriasi, come riportato in letteratura 28,29 , il rocuronio bromide ha dato esiti soddisfacenti nell’indurre una buona dilatazione pupillare in tutti gli esemplari oggetto di questo studio. Inoltre non sono stati osservati effetti indesiderati né locali né sistemici con l’utilizzo di tale midriatico.
Sebbene ogni soggetto abbia contribuito allo studio con due valori (uno per ogni occhio), facendo la media tra le due misurazioni si è tenuto di conto della correlazione che intercorre tra i due occhi di ciascun esemplare, in quanto le variabili ottenute dagli occhi di uno stesso soggetto sono da considerare dipendenti tra di loro 49,50,51.
Infatti, trattando un solo occhio e utilizzando il controlaterale come controllo, avremmo avuto un’ampia perdita di dati, dato che esiste un alto coefficiente di correlazione (0.8) tra la IOP dei due occhi di un unico soggetto 50,52.
Il fatto che non sia stato registrato un aumento nella pressione intraoculare in nessun rapace utilizzato in questo studio, e che in alcuni soggetti sia stato osservata una diminuzione dei valori di IOP dopo l’istillazione del rocuronio bromide, suggerisce che, nei rapaci a rischio di sviluppare un glaucoma, l’applicazione del midriatico per la valutazione del fondo oculare o nel caso in cui sia necessaria la rimozione chirurgica della lente, non sia controindicata. Tuttavia, tale abbassamento si verifica in maniera più evidente nelle civette rispetto ai gheppi, con una diminuzione, in alcuni esemplari, anche di 5 mmHg rispetto al valore registrato a T0.
Si può ipotizzare che alla base di questi risultati e, in particolare, riguardo al fatto che alcuni esemplari abbiano sviluppato un abbassamento della IOP, il rilassamento delle fibre muscolari striate, causato dal rocuronio bromide, possa indurre un maggiore o più rapido deflusso dell’umor acqueo dalla camera anteriore.
In questo studio è stato possibile anche confrontare la facilità di impiego in queste specie di Tonovet® rispetto a Tonopen® XL; la tonometria rebound infatti si è dimostrata di più semplice utilizzo. Ciò è dovuto all’assenza di necessità di applicare l’anestetico locale prima di rilevare la IOP e ad una maggior rapidità dello strumento nell’effettuare la misurazione che comporta un minor stress per il soggetto.
Inoltre Tonopen® XL, ideato per l’utilizzo in campo umano, non è adatto all’utilizzo negli uccelli con un diametro pupillare inferiore a 9 mm 12.
38
Nel nostro studio non è stato possibile misurare con esattezza il diametro corneale delle civette e dei gheppi. Tuttavia si può ipotizzare che, mentre l’occhio delle civette grazie all’ampio diametro corneale si presta con più facilità alla misurazione della IOP con entrambi i tonometri, l’occhio dei gheppi essendo più piccolo si presta più difficilmente alla determinazione della pressione intraoculare soprattutto con Tonopen® XL.
Ciò è stato inoltre confermato dal confronto della ripetibilità dei due tonometri Tonopen® XL e Tonovet®, che, come riportato in letteratura, è un adeguato sistema di comparazione tra i due strumenti 53.
La valutazione della ripetibilità di ciascuno strumento è stata resa possibile dal fatto che per ogni soggetto sono state registrate tre misurazioni consecutive della IOP per ciascun occhio in ogni tempo.
Dunque, per quanto riguarda la ripetibilità e quindi la precisione degli strumenti, Tonovet® si è dimostrato di gran lunga più ripetibile nell’effettuare le misurazioni rispetto alla tonometria ad applanazione, dato che sono state registrate una varianza e una deviazione standard within-subject nettamente inferiori nelle misurazioni effettuate con Tonovet®.
In conclusione il rocuronio bromide applicato localmente non causa innalzamento della IOP in nessun soggetto incluso in questo studio, mentre sembra responsabile di un significativo decremento della pressione intraoculare in entrambe le specie.
Tale diminuzione è percepita in modo più consistente da Tonovet® che si distingue dalla tonometria ad applanazione anche per la sua comodità di impiego su queste specie e per la sua maggior ripetibilità nel fornire misurazioni della IOP.
39
Bibliografia
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